Nomenclatura y clasificacion de las enzimas
Cien años atrás solo se conocian enzimas, muchas de estas, catalizaban la hidrólisis de enlaces covalentes. Algunas enzimas, de manera especial las que fueron descubiertas en un principio, recibieron nombres ligados mas bien a su sitio de procedencia anatómica que no siguen ninguna regla ni sistema; tal es el caso de la ptialina de la saliva, que ataca al almidón de la pepsina del estómago y de la tripsina del páncreas, que atacan proteínas; de la renina, que cuagula la leche; de la papaina, enzima proteolítica que se encuentra en la papaya y de las catepsinas, también proteasas, que se encuentran en las células. Las enzimas relacionadas con la cuagulación de la sangre, como son la trombina, la plasmina, el plasminógeno, etc. reciben también nombres sistematizados.
Al descrubir nuevas enzimas y proceder a su caracterización estricta se aplicaron reglas de nomenclatura basadas en el nombre del sustrato atacado, o en el tipo general de sustrato, o en la reacción catalizada y se ha añadido convencionalmente, la terminación -asa. Por ejemplo: las lipasas (hidrolizan lipidos o grasas), las amilasas (hidrolizan almidon), las proteasas (hidrolizan proteinas), las esterasas (basado en la unión general de tipo éster presentes en muchas sustancias), colesterol estrerasa (si la esterasa es específica de los esteres de colesterol) y acetilcolina esterasa (si la estersa de la acetilcolina). Otros ejemplos: Las fosfatasas son enzimas que atacan las uniones éster, pero en este caso, toman su nombre del grupo vecino a la unión que van a atacar, de manera que se denominan fosfatasas (cuando quitan una molécula de monofosfato), pirofosfatasas (cuando quitan el ácido fosfórico como esteres dobles (pirofosfatos), o triples, etc.) De la misma manera, las carbohidrasas se denominan así genericamente, pero pueden comprender enzimas con nombres proveniente del sustrato particular sobre el que actuan como la amilasa que ataca al almidón y la celulasa que actúa sobre la celulosa y, en otras ocaciones, se denominan de acuerdo con la unión atacada, como la b -glucosidasa que actúa sobre las uniones b -glucosídicas. Los ejemplos se pueden extender a todos los terrenos de la actividad enzimática, como en las enzimas proteolíticas, las fosforilasas, las nucleasas, etc.
Esta manera de llamarlas, se demostro que era inadecuada porque al descubrirse varias enzimas, notaron que varias enzimas catalizaban reacciones diferentes del mismo sustrato, por ejemplo, oxidacion o reduccion de la funcion alcohol de un azucar.
Aunque el sufijo –asa continua en uso; actualmente, al nombrar a las enzimas, se enfatiza el tipo de reaccion catalizada. Por ejemplo: las hidrogenasas catalizan la eliminacion de hidrogeno y las transferasas, reacciones de transferencia de grupo. Con el descubrimiento de mas y mas enzimas, surgieron ambiguedades y con frecuencia no estaba claro cual era la enzima que un investigador deseaba estudiar. Para remediar esta deficiencia, la Comisión para el estudio de las enzimas, que constituye con respecto a los sistemas anteriores un punto de vista más uniforme, preciso y descriptivo; esta formada por la Union Internacional de Bioquimica (IUB) adopto, en 1964, un sistema complejo pero inequivoco de la nomenglatura enzimatica basado en el mecanismo de reaccion.
El sistema se basa en la reacción química catalizada que es la propiedad específica que caracteriza a cada enzima las cuales se agrupan en clases, porque catalizan procesos semejantes, y en subclases que especifican con mayor exactitud la reacción particular considerada. En general, las enzimas reciben un nombre de acuerdo con el sustrato o los sustratos que participan en la reacción seguido por el tipo de reacción catalizada y, por fin, la terminación -asa. A menudo los nombres así obtenidos resultan largos y complejos, por lo que es muy dificil que en la práctica se pueda excluir el uso de los nombres triviales, consagrados por la costumbre. Sin embargo, con fines de sistematización, se reconoce la necesidad de aceptar el nuevo sistema.
Aunque su claridad y carencia de ambigüedad recomiendan al sistema de nomenglatura IUB para trabajos de investigacion, nombres mas ambiguos, pero basante mas cortos persisten en libros de texto y en el laboratorio clinico. Por esta razon, a continuacion solo se presenta principios generales del sistema IUB:
Las reacciones y las enzimas que las catalizan se dividen en 6 clases principales, cada una con 4 a 13 subclases.
El nombre de la enzima tiene 2 partes: la primera es el nombre del o los sustratos; la segunda, con terminacion –asa, indica el tipo de reaccion catalizada.
Informacion adicional, si es necesario aclarar la reaccion, puede seguir el parentesis. Por ejemplo: la enzima que cataliza L-malato + NAD= = piruvato + CO2 NADH + H= , se denomina como 1.1.1.37 L-malato:NAD+ oxidorreductasa (descarboxilante).
Cada enzima tiene un numero clave (E.C.) que caracteriza al tipo de reaccion según la clase (primer digito), subclase (segundo digito) y subclase (tercer digito). El cuarto digito es para la enzima especifica. Asi, E.C. 2.7.1.1 denota la clase 2 (una transferasa), subclase 7 (transferencia de fosfato), sub-clase 1 (una funcion alcohol como aceptor de fosfato). El ultimo digito denota a la enzima hexocinasa o ATP: D-hexosa-6-fosforotransferasa, enzima que cataliza la transferencia de fosfato desde el ATP al grupo hidroxilo de carbono 6 de la glucosa.
Al final de sus y trabajos, clasifico las enzimas en seis grupos principales, correspondientes por sus términos a las raciones que cada enzima ejerce sobre el sustrato. Estos grupos se subdividen en otro, según el tipo de sustrato y los átomos concretos que son sensibles a sus acciones. Estos seis grupos son los siguientes:
Oxidoreductasas
Transferasas
Hidrolasas
Isomerasa
Liasas
1.Oxido-reductasas: Son las enzimas relacionadas con las oxidaciones y las reducciones biológicas que intervienen de modo fundamental en los procesos de respiración y fermentación. Las oxidoreductasas son importantes a nivel de algunas cadenas metabólicas, como la escisión enzimática de la glucosa, fabricando también el ATP, verdadero almacén de energía. Extrayendo dos átomos de hidrógeno, catalizan las oxidaciones de muchas moléculas orgánicas presentes en el protoplasma; los átomos de hidrógeno tomados del sustrato son cedidos a algún captor.
En esta clase se encuentran las siguientes subclases principales: Deshidrogenasas y oxidasas. Son más de un centenar de enzimas en cuyos sistemas actúan como donadores, alcoholes, oxácidos aldehidos, cetonas, aminoácidos, DPNH2, TPNH2, y muchos otros compuestos y, como receptores, las propias coenzimas DPN y TPN, citocromos, O2, etc.
2.Las Transferasas: Estas enzimas catalizan la transferencia de una parte de la molécula (dadora) a otra (aceptora). Su clasificación se basa en la naturaleza química del sustrato atacado y en la del aceptor. También este grupo de enzimas actúan sobre los sustratos mas diversos, transfiriendo grupos metilo, aldehído, glucosilo, amina, sulfató, sulfúrico, etc.
3.Las Hidrolasas: Esta clase de enzimas actúan normalmente sobre las grandes moléculas del protoplasma, como son la de glicógeno, las grasas y las proteínas. La acción catalítica se expresa en la escisión de los enlaces entre átomos de carbono y nitrógeno (C-Ni) o carbono oxigeno (C-O); Simultáneamente se obtiene la hidrólisis (reacción de un compuesto con el agua)de una molécula de agua. El hidrógeno y el oxidrilo resultantes de la hidrólisis se unen respectivamente a las dos moléculas obtenidas por la ruptura de los mencionados enlaces. La clasificación de estas enzimas se realiza en función del tipo de enlace químico sobre el que actúan.
A este grupo pertenecen proteínas muy conocidas: la pepsina, presente en el jugo gástrico, y la tripsina y la quimiotripsina, segregada por el páncreas. Desempeñan un papel esencial en los procesos digestivos, puesto que hidrolizan enlaces pépticos, estéricos y glucosídicos.
4.Las isomerasas:Transforman ciertas sustancias en otras isómeras, es decir, de idéntica formula empírica pero con distinto desarrollo. Son las enzimas que catalizan diversos tipos de isomerización, sea óptica, geométrica, funcional, de posición, etc. Se dividen en varias subclases.
Las racemasas y las epimerasas actúan en la racemización de los aminoácidos y en la epimerización de los azúcares. Las primeras son en realidad pares de enzimas específicas para los dos isómeros y que producen un solo producto común. Las isomerasas cis – trans modifican la configuración geométrica a nivel de un doble ligadura. Las óxido – reductasas intramoleculares cetalizan la interconversión de aldosas y cetosas, oxidando un grupo CHOH y reduciendo al mismo tiempo al C = O vecino, como en el caso de la triosa fosfato isomerasa, presente en el proceso de la glucólisis ; en otros casos cambian de lugar dobles ligaduras, como en la (tabla) isopentenil fosfato isomerasa, indispensable en el cambio biosinético del escualeno y el colesterol. Por fin las transferasas intramoleculares (o mutasas) pueden facilitar el traspaso de grupos acilo, o fosforilo de una parte a otra de la molécula, como la lisolecitina acil mutasa que transforma la 2 – lisolecitina en 3 – lisolecitina, etc. Algunas isomerasa actúan realizando inversiones muy complejas, como transformar compuestos aldehídos en compuestos cetona, o viceversa. Estas ultimas desarrollan una oxidorreducción dentro de la propia molécula (oxido rreductasa intramoleculares)sobre la que actúan, quitando hidrógeno, a algunos grupos y reduciendo otros; actúan ampliamente sobre los aminoácidos, los hidroxácidos, hidratos de carbono y sus derivados.
5.Las Liasas: Estas enzimas escinden (raramente construyen) enlaces entre átomos de carbono, o bien entre carbono y oxigeno, carbono y nitrógeno, y carbono y azufre. Los grupos separados de las moléculas que de sustrato son casi el agua, el anhídrido carbónico, y el amoniaco. Algunas liasa actúan sobre compuestos orgánicos fosforados muy tóxicos, escindiéndolos; otros separan el carbono de numerosos sustratos.
6.Las Ligasas: Es un grupo de enzimas que permite la unión de dos moléculas, lo cual sucede simultáneamente a la degradación del ATP, que, en rigor, libera la energía necesaria para llevar a cabo la unión de las primeras. Se trata de un grupo de enzimas muy importantes y recién conocidas, pues antes se pensaba que este efecto se llevaba a cabo por la acción conjunta de dos enzimas, una fosfocinasa, para fosforilar a una sustancia A (A + ATP A - ℗ + ADP) y una transferasa que pasaría y uniría esa sustancia A, con otra, B (A -℗ + B A – B + Pi ). A este grupo pertenecen enzimas de gran relevancia reciente, como las aminoácido –ARNt ligasas conocidas habitualmente con el nombre de sintetasas de aminoácidos –ARNt o enzimas activadoras de aminoácidos que representan el primer paso en el proceso biosintético de las proteínas, y que forman uniones C-O; las ácido-tiol ligasas, un ejemplo típico de las cuales es la acetil coenzima. A sintetasa, que forma acetil coenzima. A partir de ácido acético y coenzima A ; las ligasas ácido – amoniaco (glutamina sintetasa), y las ligasas ácido-aminoácido o sintetasas de péptidos, algunos de cuyos ejemplos más conocidos son la glutación sintetasa, la carnosina sintetasa, etc.
La acción de estas enzimas se manifiesta con la formación de enlaces entre átomos de carbono y oxigeno de diversas moléculas, o bien entre carbono y azufre, carbono y nitrógeno y carbono y carbono. Las ligasas utilizan siempre, para el proceso de reacción, la energía proporcionada por el ATP o compuestos homólogos que son degradados, Por consiguiente las enzimas de esta clase son los únicos que intervienen en reacción no espontánea desde un punto de vista termodinámico; Actúan sobre los sustratos más diversos y revisten particular importancia en el metabolismo de los ácidos nucleicos.
Estas reacciones enzimáticas se desarrollan en dos tiempos: en el primero se forma un complejo intermedio con potencia energética muy alta-, en el segundo utilizan la energía obtenida para realizar la reacción de síntesis.
martes, 21 de abril de 2009
CINETICA ENZIMATICA
Cinética enzimática
La cinética enzimática estudia la velocidad de las reacciones químicas que son catalizadas por las enzimas. El estudio de la cinética de una enzima permite explicar los detalles de su mecanismo catalítico, su papel en el metabolismo, cómo es controlada su actividad en la célula y cómo puede ser inhibida su actividad por fármacos o venenos o potenciada por otro tipo de moléculas.
Las enzimas son proteínas (macromoléculas) con la capacidad de manipular otras moléculas, denominadas sustratos. Un sustrato es capaz de unirse al centro catalítico de la enzima que lo reconozca y transformarse en un producto a lo largo de una serie de pasos denominados mecanismo enzimático. Algunas enzimas pueden unir varios sustratos diferentes y/o liberar diversos productos, como es el caso de las proteasas al romper una proteína en dos polipéptidos. En otros casos, se produce la unión simultánea de dos sustratos, como en el caso de la ADN polimerasa, que es capaz de incorporar un nucleótido (sustrato 1) a una hebra de ADN (sustrato 2). Aunque todos estos mecanismos suelen seguir una compleja serie de pasos, también suelen presentar una etapa limitante que determina la velocidad final de toda la reacción. Esta etapa limitante puede consistir en una reacción química o en un cambio conformacional de la enzima o del sustrato.
El conocimiento adquirido acerca de la estructura de las enzimas ha sido de gran ayuda en la visualización e interpretación de los datos cinéticos. Por ejemplo, la estructura puede sugerir cómo permanecen unidos sustrato y producto durante la catálisis, qué cambios conformacionales ocurren durante la reacción, o incluso el papel en particular de determinados residuos aminoácidos en el mecanismo catalítico. Algunas enzimas modifican su conformación significativamente durante la reacción, en cuyo caso, puede ser crucial saber la estructura molecular de la enzima con y sin sustrato unido (se suelen usar análogos que se unen pero no permiten llevar a cabo la reacción y mantienen a la enzima permanentemente en la conformación de sustrato unido).
Los mecanismos enzimáticos pueden ser divididos en mecanismo de único sustrato o mecanismo de múltiples sustratos. Los estudios cinéticos llevados a cabo en enzimas que solo unen un sustrato, como la triosafosfato isomerasa, pretenden medir la afinidad con la que se une el sustrato y la velocidad con la que lo transforma en producto. Por otro lado, al estudiar una enzima que une varios sustratos, como la dihidrofolato reductasa, la cinética enzimática puede mostrar también el orden en el que se unen los sustratos y el orden en el que los productos son liberados.
Sin embargo, no todas las catálisis biológicas son llevadas a cabo por enzimas proteicas. Existen moléculas catalíticas basadas en el ARN, como las ribozimas y los ribosomas, esenciales para el splicing alternativo y la traducción del ARNm, respectivamente. La principal diferencia entre las ribozimas y las enzimas radica en el limitado número de reacciones que pueden llevar a cabo las primeras, aunque sus mecanismos de reacción y sus cinéticas pueden ser estudiadas y clasificadas por los mismos métodos.
Principios generales
La reacción catalizada por una enzima utiliza la misma cantidad de sustrato y genera la misma cantidad de producto que una reacción no catalizada. Al igual que ocurre en otros tipos de catálisis, las enzimas no alteran en absoluto el equilibrio de la reacción entre sustrato y producto.[1] Sin embargo, al contrario que las reacciones químicas, las enzimas se saturan. Esto significa que a mayor cantidad de sustrato, mayor número de centros catalíticos estarán ocupados, lo que incrementará la eficiencia de la reacción, hasta el momento en que todos los sitios posibles estén ocupados. En ese momento se habrá alcanzado el punto de saturación de la enzima y, aunque se añada más sustrato, no aumentará más la eficiencia.
Las dos propiedades cinéticas más importantes de una enzima son: el tiempo que tarda en saturarse con un sustrato en particular y la máxima velocidad de reacción que pueda alcanzar. El conocimiento de estas propiedades hace posible hipotetizar acerca del comportamiento de una enzima en el ambiente celular y predecir cómo responderá frente a un cambio de esas condiciones.
Ensayos enzimáticos
Un ensayo enzimático es un procedimiento, llevado a cabo en un laboratorio, mediante el cual se puede medir la velocidad de una reacción enzimática. Como las enzimas no se consumen en la reacción que catalizan, los ensayos enzimáticos suelen medir los cambios experimentados bien en la concentración de sustrato (que va decreciendo), bien en la concentración de producto (que va aumentando). Existen diversos métodos para realizar estas medidas. La espectrofotometría permite detectar cambios en la absorbancia de luz por parte del sustrato o del producto (según la concentración de estos) y la radiometría implica incorporación o liberación de radiactividad para medir la cantidad de producto obtenido por tiempo. Los ensayos espectrofotométricos son los más utilizados, ya que permiten medir la velocidad de la reacción de forma continua. Por el contrario, los ensayos radiométricos requieren retirar las muestras para medirlas, por lo que son ensayos discontinuos. Sin embargo, estos ensayos son extremadamente sensibles y permiten detectar niveles muy bajos de actividad enzimática.[2] También se puede utilizar la espectrometría de masas para detectar la incorporación o liberación de isótopos estables cuando el sustrato es convertido en producto.
Los ensayos enzimáticos más sensibles utilizan láseres dirigidos a través de un microscopio para observar los cambios producidos en enzimas individuales cuando catalizan una reacción. Estas medidas pueden utilizar cambios producidos en la fluorescencia de cofactores que intervienen en el mecanismo de catálisis o bien unir moléculas fluorescentes en lugares específicos de la enzima, que permitan detectar movimientos ocurridos durante la catálisis.[3] Estos estudios están dando una nueva visión de la cinética y la dinámica de las moléculas individuales, en oposición a los estudios de cinética enzimática tradicionales, en los que se observa y se mide el comportamiento de una población de millones de moléculas de enzima.
En la figura de la derecha se puede observar la típica evolución de una curva obtenida en un ensayo enzimático. Inicialmente, la enzima transforma el sustrato en producto siguiendo un comportamiento lineal. A medida que avanza la reacción, se va agotando la cantidad de sustrato y va disminuyendo la cantidad de producto que se genera por unidad de tiempo (disminuye la velocidad de la reacción), lo que se manifiesta en forma de curva asintótica en la gráfica. Dependiendo de las condiciones del ensayo y del tipo de enzima, el período inicial puede durar desde milisegundos hasta horas. Los ensayos enzimáticos suelen estar estandarizados para que el período inicial dure en torno a un minuto, para llevar a cabo las medidas más fácilmente. Sin embargo, los modernos equipos de mezcla rápida de líquidos permiten llevar a cabo medidas cinéticas de períodos iniciales cuya duración puede llegar a ser inferior a un segundo.[4] Este tipo de ensayos rápidos son esenciales para medidas de la cinética del estado estacionario, discutida más abajo.
La mayoría de los estudios de cinética enzimática se centran en el período inicial, es decir, en la zona lineal de la reacción enzimática. Sin embargo, también es posible medir toda la curva de la reacción y ajustar estos datos a una ecuación no lineal. Esta forma de medir las reacciones enzimáticas es denominada análisis de la curva de progreso.[5] Esta aproximación es muy útil como alternativa a las cinéticas rápidas, cuando el período inicial es demasiado rápido para ser medido con precisión.
Factores físico-químicos que pueden modificar la actividad enzimática
Temperatura: las enzimas son sensibles a la temperatura pudiendo verse modificada su actividad por este factor. Los rangos de temperaturas óptimos pueden llegar a variar sustancialmente de unas enzimas a otras. Normalmente, a medida que aumente la temperatura, una enzima verá incrementada su actividad hasta el momento en que comience la desnaturalización de la misma, que dará lugar a una reducción progresiva de dicha actividad.
pH: el rango de pH óptimo también es muy variable entre diferentes enzimas. Si el pH del medio se aleja del óptimo de la enzima, esta verá modificada su carga eléctrica al aceptar o donar protones, lo que modificará la estructura de los aminoácidos y por tanto la actividad enzimática.
Concentración salina: al igual que en los casos anteriormente mencionados, la concentración de sales del medio es crucial para una óptima actividad enzimática. Una elevada concentración o una ausencia de sales en el medio pueden impedir la actividad enzimática, ya que las enzimas
precisan de una adecuada concentración de iones para mantener su carga y su estructura.
Reacciones con un sustrato
Las enzimas que presentan un mecanismo de único sustrato incluyen isomerasas, tales como la triosafosfato isomerasa o la bisfosfoglicerato mutasa, y liasas intramoleculares, tales como la adenilato ciclasa o la ribozima ARN-liasa.[6] Sin embargo, existen ciertas reacciones enzimáticas de único sustrato que no pertenecen a esta categoría de mecanismos, como es el caso de la reacción catalizada por la catalasa. La catalasa reacciona inicialmente con una molécula de peróxido de hidrógeno (agua oxigenada) y queda en un estado oxidado tras liberar el producto (agua), y, posteriormente, es reducida por una segunda molécula de sustrato. Aunque durante la reacción solo participa un sustrato, la existencia de un intermediario enzimático modificado permite incluir al mecanismo de la catalasa en la categoría de mecanismos de ping-pong, un tipo de mecanismo discutido más adelante.
Cinética de Michaelis-Menten
Como las reacciones catalizadas por enzimas son saturables, la velocidad de catálisis no muestra un comportamiento lineal en una gráfica al aumentar la concentración de sustrato. Si la velocidad inicial de la reacción se mide a una determinada concentración de sustrato (representado como [S]), la velocidad de la reacción (representado como V) aumenta linealmente con el aumento de la [S], como se puede ver en la figura. Sin embargo, cuando aumentamos la [S], la enzima se satura de sustrato y alcanza su velocidad máxima (Vmax), que no sobrepasará en ningún caso, independientemente de la [S].
El modelo de cinética michaeliana para una reacción de único sustrato se puede ver en la figura de la izquierda. Primeramente, tiene lugar una reacción química bimolecular entre la enzima E y el sustrato S, formándose el complejo enzima-sustrato ES. Aunque el mecanismo enzimático para una reacción unimolecular puede ser bastante complejo, existe una etapa enzimática limitante que permite que el mecanismo sea simplificado como una etapa cinética única cuya constante es k2.)
k2 también llamado kcat o número de recambio, hace referencia al máximo número de reacciones enzimáticas catalizadas por segundo.
A bajas concentraciones de sustrato, la enzima permanece en un equilibrio constante entre la forma libre E y el complejo enzima-sustrato ES. Aumentando la [S] también aumentamos la [ES] a expensas de la [E], desplazando el equilibrio de la reacción hacia la derecha. Puesto que la velocidad de reacción depende de la [ES], la velocidad es sensible a pequeños cambios en la [S]. Sin embargo, a altas [S], la enzima se satura y solo queda la forma unida al sustrato ES. Bajo estas condiciones, la velocidad de la reacción (v ≈ k2[E]tot = Vmax) deja de ser sensible a pequeños cambios en la [S]. En este caso, la concentración total de enzima ([E]tot) es aproximadamente igual a la concentración del complejo ES:
La ecuación de Michaelis-Menten[7] describe como la velocidad de la reacción depende del equilibrio entre la [S] y la constante k2. Leonor Michaelis y Maud Menten demostraron que si k2 es mucho menor que k1 (aproximación del equilibrio) se puede deducir la siguiente ecuación:
La constante de Michaelis Km se define como la concentración a la que la velocidad de la reacción enzimática es la mitad de la Vmax. Esto puede verificarse sustituyendo la concentración de sustrato por dicha constante ([S] = Km). Si la etapa limitante de la velocidad de la reacción es lenta comparada con la disociación de sustrato (k2 <<< title="Disociación" href="http://es.wikipedia.org/wiki/Disociaci%C3%B3n">disociación del complejo ES, aunque sea una situación relativamente rara.
La situación más común, donde k2 > k1, es denominada cinética de Briggs-Haldane.[8] La ecuación de Michaelis-Menten aún se mantiene bajo estas condiciones más generales, como puede derivarse de la aproximación del estado estacionario. Durante el período inicial, la velocidad de la reacción es más o menos constante, indicando que la [ES] también se mantendrá constante:
Con lo cual, después de operar todos los factores, obtenemos una fórmula general para la velocidad de la reacción que coincide con la ecuación de Michaelis-Menten:
La constante de especificidad kcat / Km mide la eficiencia con la que una enzima convierte un sustrato en producto. Utilizando la definición de la constante de Michaelis Km, la ecuación de Michaelis-Menten podría escribirse de la siguiente forma:
donde [E] es la concentración de enzima libre. Así, la constante de especificidad se convierte en una constante bimolecular efectiva de la enzima libre que reacciona con sustrato libre para formar producto. Esta constante viene definida por la frecuencia con la que el sustrato y la enzima se encuentran en una solución, y ronda aproximadamente un valor de 1010 M-1 s-1 a 25º C. Curiosamente, este máximo no depende del tamaño del sustrato o de la enzima. La proporción de las constantes de especificidad para dos sustratos es una comparación cuantitativa de la eficiencia de la enzima para convertir en productos dichos sustratos. La pendiente de la ecuación de Michaelis-Menten a bajas concentraciones de sustrato (cuando [S] << name="Representaci.C3.B3n_de_la_ecuaci.C3.B3n_">
Representación de la ecuación de Michaelis-Menten
La gráfica de velocidad frente a [S] mostrada anteriormente no es lineal. Aunque a bajas concentraciones de sustrato se mantenga lineal, se va curvando a medida que aumenta la concentración de sustrato. Antes de la llegada de los ordenadores, que permiten ajustar regresiones no lineales de forma sencilla, podía llegar a ser realmente difícil estimar los valores de la Km y la Vmax en las gráficas no lineales. Esto dio lugar a que varios investigadores concentraran sus esfuerzos en desarrollar linearizaciones de la ecuación de Michaelis-Menten, dando como resultado la gráfica de Lineweaver-Burke y el diagrama de Eadie-Hofstee. Con el siguiente tutorial de la cinética de Michaelis-Menten realizado en la Universidad de Virginia α, se puede simular el comportamiento de una enzima variando las constantes cinéticas.
La gráfica de Lineweaver-Burk o representación de doble recíproco es la forma más común de mostrar los datos cinéticos. Para ello, se toman los valores inversos a ambos lados de la ecuación de Michaelis-Menten. Como se puede apreciar en la figura de la derecha, el resultado de este tipo de representación es una línea recta cuya ecuación es y = mx + c, siendo el punto de corte entre la recta y el eje de ordenadas equivalente a 1/Vmax, y el punto de corte entre la recta y el eje de abscisas equivalente a -1/Km.
Obviamente, no se pueden tomar valores negativos para 1/[S]; el mínimo valor posible es 1/[S] = 0, que correspondería a una concentración infinita de sustrato, donde 1/v = 1/Vmax. El valor del punto de corte entre la recta y el eje x es una extrapolación de datos experimentales obtenidos en laboratorio. Generalmente, las gráficas de Lineweaver-Burke distorsionan las medidas realizadas a bajas concentraciones de sustrato y esto puede dar lugar a estimaciones no muy exactas de la Vmax y de la Km.[9] Un modelo lineal mucho más exacto es el diagrama de Eadie-Hofstee, pero en las investigaciones científicas actuales, todo este tipo de linearizaciones han quedado obsoletos y han sido sustituidos por métodos más fiables basados en análisis de regresión no lineal. Para analizar los datos es conveniente la normalización de los mismos, ya que esto puede ayudar disminuyendo la cantidad de trabajo experimental a realizar e incrementando la fiabilidad del análisis.[10]
Significado de las constantes cinéticas
La importancia del estudio de la cinética enzimática reside en dos principios básicos. En primer lugar, permite explicar cómo funciona una enzima, y en segundo lugar, permite predecir cómo se comportará esa enzima in vivo. Las constantes cinéticas definidas anteriormente, Km y Vmax, son los pilares fundamentales a la hora de intentar comprender el funcionamiento de las enzimas en el control del metabolismo.
Sin embargo, llevar a cabo estas predicciones no es trivial, incluso en los sistemas más simples. Por ejemplo, la malato deshidrogenasa sintetiza, en el interior de la mitocondria, oxalacetato, el cual puede ser sustrato de diversas enzimas como la citrato sintasa, en el ciclo de los ácidos tricarboxílicos, la fosfoenolpiruvato carboxiquinasa, en la gluconeogénesis, o la aspartato aminotransferasa, en la biosíntesis de ácido aspártico. Para ser capaz de predecir cuánto oxalacetato será desviado por cada una de las rutas es necesario saber tanto la concentración del oxalacetato como la concentración y los parámetros cinéticos de cada una de las enzimas. Este ejemplo denota la complejidad que podemos llegar a encontrar al intentar predecir el comportamiento de rutas metabólicas completas o de organismos enteros, por medio de modelos matemáticos. Aunque estos objetivos aún no se han alcanzado en eucariotas, se han obtenido
ciertos progresos en bacterias, utilizando modelos del metabolismo de Escherichia coli.[11] [12]
Reacciones multisustrato
Las reacciones multisustrato siguen una serie de complejas ecuaciones que describen cómo se unen los sustratos y en qué orden lo hacen. El análisis de estas reacciones es mucho más sencillo si la concentración del sustrato A se mantiene constante y la del sustrato B varía. En estas condiciones, la enzima se comporta igual que una enzima de único sustrato, por lo que en una gráfica de velocidad la concentración de sustrato dará unos valores aparentes de las constantes cinéticas, Km y Vmax, para el sustrato B. Si se realizan una serie de medidas a diferentes concentraciones fijas de sustrato A, los datos obtenidos permitirán saber a qué tipo de mecanismo pertenece la reacción enzimática. Para una enzima que una dos sustratos A y B, y los
transforme en dos productos P y Q, existen dos tipos de mecanismos descritos hasta ahora.
Mecanismo de complejo ternario
Las enzimas (E) que presentan este mecanismo de reacción unen al mismo tiempo los dos sustratos (A y B), dando lugar a un complejo ternario EAB. El orden secuencial de unión de los sustratos puede ser al azar (mecanismo al azar) o seguir un orden en particular (mecanismo ordenado). Si fijamos la concentración del sustrato A y variamos la de B, y representamos gráficamente el comportamiento de la enzima mediante un diagrama de Lineweaver-Burke, obtendremos una serie de rectas con un punto de intersección común a todas ellas.
Entre las enzimas que presentan este mecanismo podemos encontrar la glutation S-transferasa,[13] la dihidrofolato reductasa[14] y la ADN polimerasa.[15] Los siguientes enlaces muestran animaciones del mecanismo de complejo ternario de la dihidrofolato reductasa β y de la ADN polimerasa γ.
Mecanismo de ping-pong
Como se puede apreciar en la figura de la derecha, las enzimas con un mecanismo de ping-pong pueden presentar dos estados, la conformación normal (E) y la conformación modificada químicamente (E*) o conformación intermedia. En este tipo de mecanismo, el sustrato A se une a la enzima E, que pasa a un estado intermedio E*, por ejemplo, por transferencia de un grupo químico al centro activo de la enzima, pudiendo ya ser liberado en forma de producto P. Únicamente cuando el sustrato A ya ha sido liberado del centro activo de la enzima puede unirse el sustrato B, que devuelve a la enzima modificada E* a su estado original E, y liberarlo en forma de producto Q. Si fijamos la concentración de A y variamos la de B, y representamos gráficamente una enzima con mecanismo de ping-pong en un diagrama de Lineweaver-Burke, obtendremos una serie de rectas paralelas entre sí.
Entre las enzimas con este tipo de mecanismo podemos encontrar alguna oxidorreductasa, como la tiorredoxima peroxidasa,[16] transfereasas, como la acil-neuraminato citidil transferasa,[17] y serin proteasas, como la tripsina y la quimiotripsina.[18] Las serin-proteasas conforman una diversa familia de enzimas muy comunes, que incluyen enzimas digestivas (tripsina, quimiotripsina y elastasa), varias enzimas del proceso de coagulación y muchas otras. En las serin-proteasas, el estado intermedio E* es una especie acilada en una serina del centro catalítico de la enzima. El siguiente enlace muestra una animación del mecanismo catalítico de la quimiotripsina δ.
Cinéticas no Michaelianas
Algunas reacciones enzimáticas dan lugar a curvas sigmoideas, al ser representadas en una curva de saturación, lo que suele indicar una unión cooperativa del sustrato al centro catalítico de la enzima. Esto quiere decir que la unión de una molécula de sustrato influye en la unión de las moléculas de sustrato posteriores. Este comportamiento es el más común en las enzimas multiméricas, que presentan varias zonas de interacción con el sustrato.[19] El mecanismo de cooperación es semejante al observado en la hemoglobina. La unión de una molécula de sustrato a una de las zonas de interacción altera significativamente la afinidad por el sustrato de las demás zonas de interacción. Las enzimas con este tipo de comportamiento son denominadas alostéricas. La cooperatividad positiva tiene lugar cuando la primera molécula de sustrato unida incrementa la afinidad del resto de zonas de interacción. Por el contrario, la cooperatividad negativa tiene lugar cuando la primera molécula de sustrato unida reduce la afinidad de la enzima por nuevas moléculas de sustrato.
Como ejemplos de enzimas con cooperatividad positiva tenemos la aspartato transcarbamilasa bacteriana[20] y la fosfofructoquinasa,[21] y con cooperatividad negativa, la tirosil ARNt-transferasa de mamíferos.[22]
La cooperatividad es un fenómeno bastante común y puede llegar a ser crucial en la regulación de la respuesta enzimática a cambios en la concentración de sustrato. La cooperatividad positiva hace que la enzima sea mucho más sensible a la concentración de sustrato, con lo que su actividad puede llegar a variar en gran medida aunque se mueva en rangos muy estrechos de concentración de sustrato. Por el contrario, la cooperatividad negativa hace que la enzima sea insensible a pequeños cambios en la concentración de sustrato.
La ecuación de Hill[23] suele ser utilizada para describir cuantitativamente el grado de cooperatividad en cinéticas no michaelianas. El coeficiente de Hill (n) indica cuántas de las zonas de unión de sustrato de una enzima afectan a la afinidad de la unión del sustrato en el resto de las zonas de unión.
La cinética enzimática estudia la velocidad de las reacciones químicas que son catalizadas por las enzimas. El estudio de la cinética de una enzima permite explicar los detalles de su mecanismo catalítico, su papel en el metabolismo, cómo es controlada su actividad en la célula y cómo puede ser inhibida su actividad por fármacos o venenos o potenciada por otro tipo de moléculas.
Las enzimas son proteínas (macromoléculas) con la capacidad de manipular otras moléculas, denominadas sustratos. Un sustrato es capaz de unirse al centro catalítico de la enzima que lo reconozca y transformarse en un producto a lo largo de una serie de pasos denominados mecanismo enzimático. Algunas enzimas pueden unir varios sustratos diferentes y/o liberar diversos productos, como es el caso de las proteasas al romper una proteína en dos polipéptidos. En otros casos, se produce la unión simultánea de dos sustratos, como en el caso de la ADN polimerasa, que es capaz de incorporar un nucleótido (sustrato 1) a una hebra de ADN (sustrato 2). Aunque todos estos mecanismos suelen seguir una compleja serie de pasos, también suelen presentar una etapa limitante que determina la velocidad final de toda la reacción. Esta etapa limitante puede consistir en una reacción química o en un cambio conformacional de la enzima o del sustrato.
El conocimiento adquirido acerca de la estructura de las enzimas ha sido de gran ayuda en la visualización e interpretación de los datos cinéticos. Por ejemplo, la estructura puede sugerir cómo permanecen unidos sustrato y producto durante la catálisis, qué cambios conformacionales ocurren durante la reacción, o incluso el papel en particular de determinados residuos aminoácidos en el mecanismo catalítico. Algunas enzimas modifican su conformación significativamente durante la reacción, en cuyo caso, puede ser crucial saber la estructura molecular de la enzima con y sin sustrato unido (se suelen usar análogos que se unen pero no permiten llevar a cabo la reacción y mantienen a la enzima permanentemente en la conformación de sustrato unido).
Los mecanismos enzimáticos pueden ser divididos en mecanismo de único sustrato o mecanismo de múltiples sustratos. Los estudios cinéticos llevados a cabo en enzimas que solo unen un sustrato, como la triosafosfato isomerasa, pretenden medir la afinidad con la que se une el sustrato y la velocidad con la que lo transforma en producto. Por otro lado, al estudiar una enzima que une varios sustratos, como la dihidrofolato reductasa, la cinética enzimática puede mostrar también el orden en el que se unen los sustratos y el orden en el que los productos son liberados.
Sin embargo, no todas las catálisis biológicas son llevadas a cabo por enzimas proteicas. Existen moléculas catalíticas basadas en el ARN, como las ribozimas y los ribosomas, esenciales para el splicing alternativo y la traducción del ARNm, respectivamente. La principal diferencia entre las ribozimas y las enzimas radica en el limitado número de reacciones que pueden llevar a cabo las primeras, aunque sus mecanismos de reacción y sus cinéticas pueden ser estudiadas y clasificadas por los mismos métodos.
Principios generales
La reacción catalizada por una enzima utiliza la misma cantidad de sustrato y genera la misma cantidad de producto que una reacción no catalizada. Al igual que ocurre en otros tipos de catálisis, las enzimas no alteran en absoluto el equilibrio de la reacción entre sustrato y producto.[1] Sin embargo, al contrario que las reacciones químicas, las enzimas se saturan. Esto significa que a mayor cantidad de sustrato, mayor número de centros catalíticos estarán ocupados, lo que incrementará la eficiencia de la reacción, hasta el momento en que todos los sitios posibles estén ocupados. En ese momento se habrá alcanzado el punto de saturación de la enzima y, aunque se añada más sustrato, no aumentará más la eficiencia.
Las dos propiedades cinéticas más importantes de una enzima son: el tiempo que tarda en saturarse con un sustrato en particular y la máxima velocidad de reacción que pueda alcanzar. El conocimiento de estas propiedades hace posible hipotetizar acerca del comportamiento de una enzima en el ambiente celular y predecir cómo responderá frente a un cambio de esas condiciones.
Ensayos enzimáticos
Un ensayo enzimático es un procedimiento, llevado a cabo en un laboratorio, mediante el cual se puede medir la velocidad de una reacción enzimática. Como las enzimas no se consumen en la reacción que catalizan, los ensayos enzimáticos suelen medir los cambios experimentados bien en la concentración de sustrato (que va decreciendo), bien en la concentración de producto (que va aumentando). Existen diversos métodos para realizar estas medidas. La espectrofotometría permite detectar cambios en la absorbancia de luz por parte del sustrato o del producto (según la concentración de estos) y la radiometría implica incorporación o liberación de radiactividad para medir la cantidad de producto obtenido por tiempo. Los ensayos espectrofotométricos son los más utilizados, ya que permiten medir la velocidad de la reacción de forma continua. Por el contrario, los ensayos radiométricos requieren retirar las muestras para medirlas, por lo que son ensayos discontinuos. Sin embargo, estos ensayos son extremadamente sensibles y permiten detectar niveles muy bajos de actividad enzimática.[2] También se puede utilizar la espectrometría de masas para detectar la incorporación o liberación de isótopos estables cuando el sustrato es convertido en producto.
Los ensayos enzimáticos más sensibles utilizan láseres dirigidos a través de un microscopio para observar los cambios producidos en enzimas individuales cuando catalizan una reacción. Estas medidas pueden utilizar cambios producidos en la fluorescencia de cofactores que intervienen en el mecanismo de catálisis o bien unir moléculas fluorescentes en lugares específicos de la enzima, que permitan detectar movimientos ocurridos durante la catálisis.[3] Estos estudios están dando una nueva visión de la cinética y la dinámica de las moléculas individuales, en oposición a los estudios de cinética enzimática tradicionales, en los que se observa y se mide el comportamiento de una población de millones de moléculas de enzima.
En la figura de la derecha se puede observar la típica evolución de una curva obtenida en un ensayo enzimático. Inicialmente, la enzima transforma el sustrato en producto siguiendo un comportamiento lineal. A medida que avanza la reacción, se va agotando la cantidad de sustrato y va disminuyendo la cantidad de producto que se genera por unidad de tiempo (disminuye la velocidad de la reacción), lo que se manifiesta en forma de curva asintótica en la gráfica. Dependiendo de las condiciones del ensayo y del tipo de enzima, el período inicial puede durar desde milisegundos hasta horas. Los ensayos enzimáticos suelen estar estandarizados para que el período inicial dure en torno a un minuto, para llevar a cabo las medidas más fácilmente. Sin embargo, los modernos equipos de mezcla rápida de líquidos permiten llevar a cabo medidas cinéticas de períodos iniciales cuya duración puede llegar a ser inferior a un segundo.[4] Este tipo de ensayos rápidos son esenciales para medidas de la cinética del estado estacionario, discutida más abajo.
La mayoría de los estudios de cinética enzimática se centran en el período inicial, es decir, en la zona lineal de la reacción enzimática. Sin embargo, también es posible medir toda la curva de la reacción y ajustar estos datos a una ecuación no lineal. Esta forma de medir las reacciones enzimáticas es denominada análisis de la curva de progreso.[5] Esta aproximación es muy útil como alternativa a las cinéticas rápidas, cuando el período inicial es demasiado rápido para ser medido con precisión.
Factores físico-químicos que pueden modificar la actividad enzimática
Temperatura: las enzimas son sensibles a la temperatura pudiendo verse modificada su actividad por este factor. Los rangos de temperaturas óptimos pueden llegar a variar sustancialmente de unas enzimas a otras. Normalmente, a medida que aumente la temperatura, una enzima verá incrementada su actividad hasta el momento en que comience la desnaturalización de la misma, que dará lugar a una reducción progresiva de dicha actividad.
pH: el rango de pH óptimo también es muy variable entre diferentes enzimas. Si el pH del medio se aleja del óptimo de la enzima, esta verá modificada su carga eléctrica al aceptar o donar protones, lo que modificará la estructura de los aminoácidos y por tanto la actividad enzimática.
Concentración salina: al igual que en los casos anteriormente mencionados, la concentración de sales del medio es crucial para una óptima actividad enzimática. Una elevada concentración o una ausencia de sales en el medio pueden impedir la actividad enzimática, ya que las enzimas
precisan de una adecuada concentración de iones para mantener su carga y su estructura.
Reacciones con un sustrato
Las enzimas que presentan un mecanismo de único sustrato incluyen isomerasas, tales como la triosafosfato isomerasa o la bisfosfoglicerato mutasa, y liasas intramoleculares, tales como la adenilato ciclasa o la ribozima ARN-liasa.[6] Sin embargo, existen ciertas reacciones enzimáticas de único sustrato que no pertenecen a esta categoría de mecanismos, como es el caso de la reacción catalizada por la catalasa. La catalasa reacciona inicialmente con una molécula de peróxido de hidrógeno (agua oxigenada) y queda en un estado oxidado tras liberar el producto (agua), y, posteriormente, es reducida por una segunda molécula de sustrato. Aunque durante la reacción solo participa un sustrato, la existencia de un intermediario enzimático modificado permite incluir al mecanismo de la catalasa en la categoría de mecanismos de ping-pong, un tipo de mecanismo discutido más adelante.
Cinética de Michaelis-Menten
Como las reacciones catalizadas por enzimas son saturables, la velocidad de catálisis no muestra un comportamiento lineal en una gráfica al aumentar la concentración de sustrato. Si la velocidad inicial de la reacción se mide a una determinada concentración de sustrato (representado como [S]), la velocidad de la reacción (representado como V) aumenta linealmente con el aumento de la [S], como se puede ver en la figura. Sin embargo, cuando aumentamos la [S], la enzima se satura de sustrato y alcanza su velocidad máxima (Vmax), que no sobrepasará en ningún caso, independientemente de la [S].
El modelo de cinética michaeliana para una reacción de único sustrato se puede ver en la figura de la izquierda. Primeramente, tiene lugar una reacción química bimolecular entre la enzima E y el sustrato S, formándose el complejo enzima-sustrato ES. Aunque el mecanismo enzimático para una reacción unimolecular puede ser bastante complejo, existe una etapa enzimática limitante que permite que el mecanismo sea simplificado como una etapa cinética única cuya constante es k2.)
k2 también llamado kcat o número de recambio, hace referencia al máximo número de reacciones enzimáticas catalizadas por segundo.
A bajas concentraciones de sustrato, la enzima permanece en un equilibrio constante entre la forma libre E y el complejo enzima-sustrato ES. Aumentando la [S] también aumentamos la [ES] a expensas de la [E], desplazando el equilibrio de la reacción hacia la derecha. Puesto que la velocidad de reacción depende de la [ES], la velocidad es sensible a pequeños cambios en la [S]. Sin embargo, a altas [S], la enzima se satura y solo queda la forma unida al sustrato ES. Bajo estas condiciones, la velocidad de la reacción (v ≈ k2[E]tot = Vmax) deja de ser sensible a pequeños cambios en la [S]. En este caso, la concentración total de enzima ([E]tot) es aproximadamente igual a la concentración del complejo ES:
La ecuación de Michaelis-Menten[7] describe como la velocidad de la reacción depende del equilibrio entre la [S] y la constante k2. Leonor Michaelis y Maud Menten demostraron que si k2 es mucho menor que k1 (aproximación del equilibrio) se puede deducir la siguiente ecuación:
La constante de Michaelis Km se define como la concentración a la que la velocidad de la reacción enzimática es la mitad de la Vmax. Esto puede verificarse sustituyendo la concentración de sustrato por dicha constante ([S] = Km). Si la etapa limitante de la velocidad de la reacción es lenta comparada con la disociación de sustrato (k2 <<< title="Disociación" href="http://es.wikipedia.org/wiki/Disociaci%C3%B3n">disociación del complejo ES, aunque sea una situación relativamente rara.
La situación más común, donde k2 > k1, es denominada cinética de Briggs-Haldane.[8] La ecuación de Michaelis-Menten aún se mantiene bajo estas condiciones más generales, como puede derivarse de la aproximación del estado estacionario. Durante el período inicial, la velocidad de la reacción es más o menos constante, indicando que la [ES] también se mantendrá constante:
Con lo cual, después de operar todos los factores, obtenemos una fórmula general para la velocidad de la reacción que coincide con la ecuación de Michaelis-Menten:
La constante de especificidad kcat / Km mide la eficiencia con la que una enzima convierte un sustrato en producto. Utilizando la definición de la constante de Michaelis Km, la ecuación de Michaelis-Menten podría escribirse de la siguiente forma:
donde [E] es la concentración de enzima libre. Así, la constante de especificidad se convierte en una constante bimolecular efectiva de la enzima libre que reacciona con sustrato libre para formar producto. Esta constante viene definida por la frecuencia con la que el sustrato y la enzima se encuentran en una solución, y ronda aproximadamente un valor de 1010 M-1 s-1 a 25º C. Curiosamente, este máximo no depende del tamaño del sustrato o de la enzima. La proporción de las constantes de especificidad para dos sustratos es una comparación cuantitativa de la eficiencia de la enzima para convertir en productos dichos sustratos. La pendiente de la ecuación de Michaelis-Menten a bajas concentraciones de sustrato (cuando [S] << name="Representaci.C3.B3n_de_la_ecuaci.C3.B3n_">
Representación de la ecuación de Michaelis-Menten
La gráfica de velocidad frente a [S] mostrada anteriormente no es lineal. Aunque a bajas concentraciones de sustrato se mantenga lineal, se va curvando a medida que aumenta la concentración de sustrato. Antes de la llegada de los ordenadores, que permiten ajustar regresiones no lineales de forma sencilla, podía llegar a ser realmente difícil estimar los valores de la Km y la Vmax en las gráficas no lineales. Esto dio lugar a que varios investigadores concentraran sus esfuerzos en desarrollar linearizaciones de la ecuación de Michaelis-Menten, dando como resultado la gráfica de Lineweaver-Burke y el diagrama de Eadie-Hofstee. Con el siguiente tutorial de la cinética de Michaelis-Menten realizado en la Universidad de Virginia α, se puede simular el comportamiento de una enzima variando las constantes cinéticas.
La gráfica de Lineweaver-Burk o representación de doble recíproco es la forma más común de mostrar los datos cinéticos. Para ello, se toman los valores inversos a ambos lados de la ecuación de Michaelis-Menten. Como se puede apreciar en la figura de la derecha, el resultado de este tipo de representación es una línea recta cuya ecuación es y = mx + c, siendo el punto de corte entre la recta y el eje de ordenadas equivalente a 1/Vmax, y el punto de corte entre la recta y el eje de abscisas equivalente a -1/Km.
Obviamente, no se pueden tomar valores negativos para 1/[S]; el mínimo valor posible es 1/[S] = 0, que correspondería a una concentración infinita de sustrato, donde 1/v = 1/Vmax. El valor del punto de corte entre la recta y el eje x es una extrapolación de datos experimentales obtenidos en laboratorio. Generalmente, las gráficas de Lineweaver-Burke distorsionan las medidas realizadas a bajas concentraciones de sustrato y esto puede dar lugar a estimaciones no muy exactas de la Vmax y de la Km.[9] Un modelo lineal mucho más exacto es el diagrama de Eadie-Hofstee, pero en las investigaciones científicas actuales, todo este tipo de linearizaciones han quedado obsoletos y han sido sustituidos por métodos más fiables basados en análisis de regresión no lineal. Para analizar los datos es conveniente la normalización de los mismos, ya que esto puede ayudar disminuyendo la cantidad de trabajo experimental a realizar e incrementando la fiabilidad del análisis.[10]
Significado de las constantes cinéticas
La importancia del estudio de la cinética enzimática reside en dos principios básicos. En primer lugar, permite explicar cómo funciona una enzima, y en segundo lugar, permite predecir cómo se comportará esa enzima in vivo. Las constantes cinéticas definidas anteriormente, Km y Vmax, son los pilares fundamentales a la hora de intentar comprender el funcionamiento de las enzimas en el control del metabolismo.
Sin embargo, llevar a cabo estas predicciones no es trivial, incluso en los sistemas más simples. Por ejemplo, la malato deshidrogenasa sintetiza, en el interior de la mitocondria, oxalacetato, el cual puede ser sustrato de diversas enzimas como la citrato sintasa, en el ciclo de los ácidos tricarboxílicos, la fosfoenolpiruvato carboxiquinasa, en la gluconeogénesis, o la aspartato aminotransferasa, en la biosíntesis de ácido aspártico. Para ser capaz de predecir cuánto oxalacetato será desviado por cada una de las rutas es necesario saber tanto la concentración del oxalacetato como la concentración y los parámetros cinéticos de cada una de las enzimas. Este ejemplo denota la complejidad que podemos llegar a encontrar al intentar predecir el comportamiento de rutas metabólicas completas o de organismos enteros, por medio de modelos matemáticos. Aunque estos objetivos aún no se han alcanzado en eucariotas, se han obtenido
ciertos progresos en bacterias, utilizando modelos del metabolismo de Escherichia coli.[11] [12]
Reacciones multisustrato
Las reacciones multisustrato siguen una serie de complejas ecuaciones que describen cómo se unen los sustratos y en qué orden lo hacen. El análisis de estas reacciones es mucho más sencillo si la concentración del sustrato A se mantiene constante y la del sustrato B varía. En estas condiciones, la enzima se comporta igual que una enzima de único sustrato, por lo que en una gráfica de velocidad la concentración de sustrato dará unos valores aparentes de las constantes cinéticas, Km y Vmax, para el sustrato B. Si se realizan una serie de medidas a diferentes concentraciones fijas de sustrato A, los datos obtenidos permitirán saber a qué tipo de mecanismo pertenece la reacción enzimática. Para una enzima que una dos sustratos A y B, y los
transforme en dos productos P y Q, existen dos tipos de mecanismos descritos hasta ahora.
Mecanismo de complejo ternario
Las enzimas (E) que presentan este mecanismo de reacción unen al mismo tiempo los dos sustratos (A y B), dando lugar a un complejo ternario EAB. El orden secuencial de unión de los sustratos puede ser al azar (mecanismo al azar) o seguir un orden en particular (mecanismo ordenado). Si fijamos la concentración del sustrato A y variamos la de B, y representamos gráficamente el comportamiento de la enzima mediante un diagrama de Lineweaver-Burke, obtendremos una serie de rectas con un punto de intersección común a todas ellas.
Entre las enzimas que presentan este mecanismo podemos encontrar la glutation S-transferasa,[13] la dihidrofolato reductasa[14] y la ADN polimerasa.[15] Los siguientes enlaces muestran animaciones del mecanismo de complejo ternario de la dihidrofolato reductasa β y de la ADN polimerasa γ.
Mecanismo de ping-pong
Como se puede apreciar en la figura de la derecha, las enzimas con un mecanismo de ping-pong pueden presentar dos estados, la conformación normal (E) y la conformación modificada químicamente (E*) o conformación intermedia. En este tipo de mecanismo, el sustrato A se une a la enzima E, que pasa a un estado intermedio E*, por ejemplo, por transferencia de un grupo químico al centro activo de la enzima, pudiendo ya ser liberado en forma de producto P. Únicamente cuando el sustrato A ya ha sido liberado del centro activo de la enzima puede unirse el sustrato B, que devuelve a la enzima modificada E* a su estado original E, y liberarlo en forma de producto Q. Si fijamos la concentración de A y variamos la de B, y representamos gráficamente una enzima con mecanismo de ping-pong en un diagrama de Lineweaver-Burke, obtendremos una serie de rectas paralelas entre sí.
Entre las enzimas con este tipo de mecanismo podemos encontrar alguna oxidorreductasa, como la tiorredoxima peroxidasa,[16] transfereasas, como la acil-neuraminato citidil transferasa,[17] y serin proteasas, como la tripsina y la quimiotripsina.[18] Las serin-proteasas conforman una diversa familia de enzimas muy comunes, que incluyen enzimas digestivas (tripsina, quimiotripsina y elastasa), varias enzimas del proceso de coagulación y muchas otras. En las serin-proteasas, el estado intermedio E* es una especie acilada en una serina del centro catalítico de la enzima. El siguiente enlace muestra una animación del mecanismo catalítico de la quimiotripsina δ.
Cinéticas no Michaelianas
Algunas reacciones enzimáticas dan lugar a curvas sigmoideas, al ser representadas en una curva de saturación, lo que suele indicar una unión cooperativa del sustrato al centro catalítico de la enzima. Esto quiere decir que la unión de una molécula de sustrato influye en la unión de las moléculas de sustrato posteriores. Este comportamiento es el más común en las enzimas multiméricas, que presentan varias zonas de interacción con el sustrato.[19] El mecanismo de cooperación es semejante al observado en la hemoglobina. La unión de una molécula de sustrato a una de las zonas de interacción altera significativamente la afinidad por el sustrato de las demás zonas de interacción. Las enzimas con este tipo de comportamiento son denominadas alostéricas. La cooperatividad positiva tiene lugar cuando la primera molécula de sustrato unida incrementa la afinidad del resto de zonas de interacción. Por el contrario, la cooperatividad negativa tiene lugar cuando la primera molécula de sustrato unida reduce la afinidad de la enzima por nuevas moléculas de sustrato.
Como ejemplos de enzimas con cooperatividad positiva tenemos la aspartato transcarbamilasa bacteriana[20] y la fosfofructoquinasa,[21] y con cooperatividad negativa, la tirosil ARNt-transferasa de mamíferos.[22]
La cooperatividad es un fenómeno bastante común y puede llegar a ser crucial en la regulación de la respuesta enzimática a cambios en la concentración de sustrato. La cooperatividad positiva hace que la enzima sea mucho más sensible a la concentración de sustrato, con lo que su actividad puede llegar a variar en gran medida aunque se mueva en rangos muy estrechos de concentración de sustrato. Por el contrario, la cooperatividad negativa hace que la enzima sea insensible a pequeños cambios en la concentración de sustrato.
La ecuación de Hill[23] suele ser utilizada para describir cuantitativamente el grado de cooperatividad en cinéticas no michaelianas. El coeficiente de Hill (n) indica cuántas de las zonas de unión de sustrato de una enzima afectan a la afinidad de la unión del sustrato en el resto de las zonas de unión.
INHIBIDORES ENZIMATICOS
INHIBIDOR ENZIMÁTICO
Los inhibidores enzimáticos son moléculas que se unen a enzimas y disminuyen su actividad. Puesto que el bloqueo de una enzima puede matar a un organismo patógeno o corregir un desequilibrio metabólico, muchos medicamentos actúan como inhibidores enzimáticos. También son usados como herbicidas y pesticidas. Sin embargo, no todas las moléculas que se unen a las enzimas son inhibidores; los activadores enzimáticos se unen a las enzimas e incrementan su actividad.
La unión de un inhibidor puede impedir la entrada del sustrato al sitio activo de la enzima y/u obstaculizar que la enzima catalice su reacción correspondiente. La unión del inhibidor puede ser reversible o irreversible. Normalmente, los inhibidores irreversibles reaccionan con la enzima de forma covalente y modifican su estructura química a nivel de residuos esenciales de los aminoácidos necesarios para la actividad enzimática. En cambio, los inhibidores reversibles se unen a la enzima de forma no covalente, dando lugar a diferentes tipos de inhibiciones, dependiendo de si el inhibidor se une a la enzima, al complejo enzima-sustrato o a ambos.
Muchos medicamentos son inhibidores enzimáticos, por lo que su descubrimiento y mejora es un campo de investigación activo en la bioquímica y la farmacología. La validez de un inhibidor enzimático medicinal suele venir determinada por su especificidad (su carencia de unirse a otras proteínas) y su potencia (su constante de disociación, la cual indica la concentración necesaria para inhibir a una enzima). Una alta especificidad y potencia asegura que el medicamento va a tener pocos efectos secundarios y por tanto una baja toxicidad.
Los inhibidores enzimáticos también son usados en la naturaleza y están implicados en la regulación del metabolismo. Por ejemplo, las enzimas en una ruta metabólica pueden ser inhibidas por los productos resultantes de sus respectivas rutas. Este tipo de retroalimentación negativa retarda el flujo a través de la ruta cuando los productos comienzan a acumularse y es una manera importante de mantener la homeostasis en una célula. Otros inhibidores enzimáticos celulares son proteínas que se unen específicamente e inhiben una diana enzimática. Esto puede ayudar a controlar enzimas que pueden ser dañinas para la célula, como las proteasas o nucleasas. Un buen ejemplo es el inhibidor de la ribonucleasa, que se une a esta enzima en una de las interacciones proteína–proteína más fuertes conocidas.[1] Como inhibidores enzimáticos naturales también cabe destacar los venenos, que son usados como defensa contra los depredadores o como forma de matar a una presa.
Inhibidores reversibles
Los inhibidores reversibles se unen a las enzimas mediante interacciones no covalentes tales como los puentes de hidrógeno, las interacciones hidrofóbicas y los enlaces iónicos. Los enlaces débiles múltiples entre el inhibidor y el sitio activo se combinan para producir una unión fuerte y específica. Al contrario de lo que ocurre con el sustrato y los inhibidores irreversibles, los inhibidores reversibles generalmente no experimentan reacciones químicas cuando se unen a la enzima y pueden ser eliminados fácilmente por dilución o por diálisis.
Tipos de inhibidores reversibles
Inhibición competitiva: el sustrato (S) y el inhibidor (I) compiten por el sitio activo.
Existen tres tipos de inhibidores reversibles. Se clasifican en base al efecto producido por la variación de la concentración del sustrato de la enzima en el inhibidor.[2]
En la inhibición competitiva, el sustrato y el inhibidor no se pueden unir a la misma enzima al mismo tiempo, como se muestra en la figura de la derecha. Esto generalmente ocurre cuando el inhibidor tiene afinidad por el sitio activo de una enzima en el que también se une el sustrato; el sustrato y el inhibidor compiten para el acceso al sitio activo de la enzima. Este tipo de inhibición se puede superar con concentraciones suficientemente altas del sustrato, es decir, dejando fuera de competición al inhibidor. Los inhibidores competitivos son a menudo similares en estructura al sustrato verdadero (ver ejemplos expuestos más abajo).
En la inhibición mixta, el inhibidor se puede unir a la enzima al mismo tiempo que el sustrato. Sin embargo, la unión del inhibidor afecta la unión del sustrato, y viceversa. Este tipo de inhibición se puede reducir, pero no superar al aumentar las concentraciones del sustrato. Aunque es posible que los inhibidores de tipo mixto se unan en el sitio activo, este tipo de inhibición resulta generalmente de un efecto alostérico donde el inhibidor se une a otro sitio que no es el sitio activo de la enzima. La unión del inhibidor con el sitio alostérico cambia la conformación (es decir, la estructura terciaria o la forma tridimensional) de la enzima de modo que la afinidad del sustrato por el sitio activo se reduce.
La inhibición no competitiva es una forma de inhibición mixta donde la unión del inhibidor con la enzima reduce su actividad pero no afecta la unión con el sustrato. Como resultado, el grado de inhibición depende solamente de la concentración de inhibidor.
Descripción cuantitativa de la inhibición reversible
La inhibición reversible puede ser descrita cuantitativamente en términos de la unión del inhibidor a la enzima y al complejo enzima-sustrato, y sus efectos en las constantes cinéticas de la enzima. En el esquema clásico de Michaelis-Menten mostrado abajo, una enzima (E) se une a su sustrato (S) para formar el complejo enzima-sustrato ES. En la catálisis, este complejo se rompe para liberar el producto P y la enzima E. El inhibidor (I) puede unirse tanto a E como a ES con las constantes de disociación Ki o Ki', respectivamente.
Los inhibidores competitivos se pueden unir a E, pero no a ES. La inhibición competitiva aumenta el valor de Km (es decir, el inhibidor interfiere con la unión del sustrato), pero no afecta a la Vmax (el inhibidor no obstaculiza la catálisis en ES porque no se puede unir a ES).
Los inhibidores no competitivos tienen afinidades idénticas por E y ES (Ki = Ki'). La inhibición no competitiva no cambia la Km (es decir, no afecta a la unión del sustrato) pero disminuye la Vmax (es decir, la unión del inhibidor obstaculiza la catálisis).
Los inhibidores de tipo mixto se unen tanto a E como a ES, pero sus afinidades por estas dos formas de enzimas son distintas (Ki ≠ Ki'). Por lo tanto, los inhibidores de tipo mixto interfieren con la unión del sustrato (incremento de Km) y dificulta la catálisis en el complejo ES (disminución de la Vmax).
Cuando una enzima tiene múltiples sustratos, los inhibidores pueden mostrar distintos tipos de inhibiciones dependiendo del sustrato que se considere, ya que el sitio activo posee dos diferentes lugares para la unión con el sustrato en el mismo sitio activo, uno para cada sustrato. Por ejemplo, un inhibidor puede competir con el sustrato A por el primer sitio de unión, pero ser un inhibidor no competitivo con respecto al sustrato B en el segundo sitio de unión.[3]
Medición de las constantes de disociación en un inhibidor reversible
Diagramas de Lineweaver-Burke de los diferentes tipos de inhibidores enzimáticos reversibles. La flecha muestra el efecto producido por el incremento de las concentraciones de inhibidor.
Según lo observado arriba, un inhibidor enzimático está caracterizado por sus dos constantes de disociación, Ki y Ki', de la enzima y del complejo enzima-sustrato, respectivamente. La constante del complejo enzima-inhibidor Ki puede ser medida directamente por varios métodos. Un método extremadamente exacto es la calorimetría isoterma de titulación, en donde el inhibidor es titulado en una solución de enzimas y el calor liberado o absorbido es medido.[4] Sin embargo, la otra constante de disociación Ki' es difícil de medir directamente, ya que el complejo enzima-sustrato tiene un periodo de vida muy corto y está dando lugar a la reacción química para formar el producto. Por lo tanto, Ki' suele medirse de forma indirecta, observando la actividad enzimática bajo varias concentraciones de sustrato e inhibidor, y ajustando los datos[5] a una ecuación de Michaelis–Menten modificada:
donde los factores de modificación α y α' son definidos por la concentración del inhibidor y sus dos constantes de disociación
Así, en presencia del inhibidor, la efectividad de la enzima Km y Vmax es ahora (α/α')Km y (1/α')Vmax, respectivamente. Sin embargo, la ecuación de Michaelis-Menten modificada asume que la unión del inhibidor a la enzima alcanza el equilibrio, el cual puede ser un proceso muy lento para los inhibidores con constantes secundarias nanomolares de disociación. En estos casos, es usualmente más práctico tratar al inhibidor de unión fuerte como un inhibidor irreversible (ver abajo). Sin embargo, todavía puede ser posible estimar Ki' cinéticamente si Ki es medido independientemente.
Los efectos de diferentes tipos de inhibidores enzimáticos reversibles en la actividad enzimática pueden ser visualizados usando la representación gráfica de la ecuación de Michaelis–Menten, mediante los diagramas de Lineweaver-Burke o de Eadie-Hofstee. Por ejemplo, en los diagramas de Lineweaver-Burk a la derecha, las líneas de la inhibición competitiva intersecan el eje-y, ilustrando que tales inhibidores no afectan a la Vmax. De igual manera, las líneas de la inhibición no competitiva intersecan el eje-x, mostrando que estos inhibidores no afectan a la Km. Sin embargo, puede ser complicado estimar Ki y Ki' con precisión en estos diagramas,[6] por lo que es recomendable estimar estas constantes usando métodos más fiables de regresión no lineal, según lo descrito arriba.
Casos especiales El mecanismo de la inhibición parcialmente competitiva es similar al de la inhibición no competitiva, excepto que el complejo EIS tiene actividad catalítica, la cual decrece o incluso aumenta (activación parcialmente competitiva) en comparación al complejo enzima-sustrato (ES). Esta inhibición suele exhibir un valor más bajo de Vmax, pero un valor de Km inalterado.[7]
La inhibición no competitiva se produce cuando el inhibidor se une sólo al complejo enzima-sustrato, no a la enzima libre. El complejo EIS es catalíticamente inactivo. Esta forma de inhibición es rara y causa una disminución tanto en el valor de Vmax como en el de Km.[7]
La inhibición por sustrato y por producto es donde el sustrato o el producto de una reacción enzimática inhiben la actividad enzimática. Este tipo de inhibición puede seguir los patrones competitivos, no competitivos o mixtos. En la inhibición por sustrato hay una disminución progresiva de la actividad a altas concentraciones de sustrato. Esto puede indicar la existencia de dos sitios de unión entre sustrato y enzima. Cuando hay poco sustrato, se ocupa el sitio de alta afinidad y sigue la cinética normal. Sin embargo, a altas concentraciones, el segundo sitio de inhibición se ocupa, inhibiendo a la enzima.[8] La inhibición por parte del producto es a menudo una característica reguladora en el metabolismo y puede ser una forma de retroalimentación negativa.
La inhibición lenta y fuerte se produce cuando el complejo enzima-inhibidor EI inicial experimenta una isomerización a un segundo complejo más fuertemente unido, EI*, pero el proceso total de la inhibición es reversible. Esto se manifiesta como un lento aumento en la inhibición enzimática. En estas condiciones, la tradicional cinética de Michaelis–Menten da un valor falso para Ki, el cual depende del tiempo. El verdadero valor de Ki puede ser obtenido a través de un análisis más complejo de las constantes de rango de encendido (kon) y apagado (koff) para la asociación del inhibidor (véase la inhibición irreversible para más información).
Ejemplos de inhibidores reversibles
Estructura molecular del ritonavir, un inhibidor de proteasa de carácter peptídico.
Puesto que las enzimas han evolucionado para unirse a sus sustratos fuertemente, y la mayoría de los inhibidores reversibles se unen al sitio activo de las enzimas, es poco sorprendente que algunos de estos inhibidores sean muy similares en estructura a los sustratos de sus dianas. Como ejemplo de estos imitadores de sustratos caben destacar los inhibidores de la proteasa, una clase muy efectiva de fármacos antirretrovirales usados para tratar el VIH.[9] La estructura del ritonavir (figura de la derecha), un inhibidor de la proteasa, consiste en un péptido con tres enlaces peptídicos. Dicha estructura se asemeja a la proteína que es el sustrato de la proteasa del VIH, por lo que ambos compiten por la unión al sitio activo de la enzima.Los inhibidores enzimáticos son a menudo diseñados para imitar el estado de transición o intermedio de una reacción catalizada por una enzima. Esto asegura que el inhibidor cambie el estado de transición estableciendo un efecto en la enzima, lo que resulta en una afinidad de unión mejor (baja Ki) que los diseños basados en sustratos. Un ejemplo de un inhibidor en ese estado de transición es el fármaco antiviral oseltamivir, que imita la naturaleza plana del anillo del ion oxonio en la reacción de la neuraminidasa, una enzima del virus[]
Estructura molecular del tipranavir, un inhibidor de proteasa de carácter no peptídico.
Sin embargo, no todos los inhibidores están basados en la estructura del sustrato. Por ejemplo, la estructura de otro inhibidor de la proteasa del VIH, el tipranavir, (representada a la derecha), no está basada en un péptido y no tiene similitudes estructurales obvias con la proteína sustrato. Estos inhibidores no peptídicos pueden ser más estables que los inhibidores que contienen enlaces peptídicos porque estos no son sustratos para las peptidasas, con lo que son menos propensas a ser degradadas en la célula[]
En el diseño de fármacos es importante considerar las concentraciones de sustrato a las cuales se expondrá la enzima en cuestión. Por ejemplo, algunos inhibidores de proteínas quinasas tienen estructuras químicas que son similares al adenosín trifosfato, uno de los sustratos de esta enzima. Sin embargo, ciertos fármacos que son simplemente inhibidores competitivos tendrán que competir con altas concentraciones de ATP en la célula. Las proteínas quinasas también pueden ser inhibidas por competencia en el sitio de unión donde la quinasa interactúa con sus proteínas sustrato, y la mayoría de las proteínas presentes en el interior de una célula se encuentran a concentraciones mucho menores que las concentraciones de ATP. En consecuencia, si dos inhibidores de proteínas quinasas se unen en sus sitios activos con afinidad similar, pero solo uno tiene que competir con el ATP, entonces el inhibidor competitivo en el sitio de unión de la proteína inhibirá a la enzima más eficientemente[]
Inhibidores irreversibles
Los inhibidores irreversibles normalmente modifican una enzima covalentemente, con lo que la inhibición no puede ser invertida. Los inhibidores irreversibles suelen contener grupos funcionales reactivos como mostazas nitrogenadas, aldehídos, haloalcanos o alquenos. Estos grupos electrofílicos reaccionan con las cadenas de aminoácidos para formar uniones covalentes. Los residuos modificados son aquellos que contienen en sus cadenas laterales nucleófilos como por ejemplo un grupo hidroxilo o un grupo sulfhidrilo. Esto incluye a los aminoácidos serina (como en el DFP, a la derecha), cisteína, treonina o tirosina.[13]
Tipos de inhibiciones irreversibles
La inhibición irreversible es diferente de la inactivación enzimática reversible. Los inhibidores irreversibles son generalmente específicos para un tipo de enzima y no inactivan a todas las proteínas. No funcionan destruyendo la estructura proteínica, sino alterando específicamente la estrucutra tridimencional del sitio activo inhabilitándolo. Por ejemplo, el pH y las temperaturas extremas causan la desnaturalización de casi todas las proteínas, pero este no es un efecto específico. De forma similar, algunos tratamientos químicos no específicos destruyen la estructura de la proteína: por ejemplo, si son sometidas a una elevada concentración de ácido clorhídrico, el cual hidrolizará los enlaces peptídicos que mantienen unidos los aminoácidos de las proteínas.[14]
Los inhibidores irreversibles dan lugar a una inhibición dependiente del tiempo y, por ello, su potencia no puede ser caracterizada mediante la determinación del valor IC50. Esto se debe a que la cantidad de enzima activa a una concentración dada de inhibidor irreversible será diferente dependiendo del tiempo de pre-incubación del inhibidor con la enzima. Por ello, en lugar del valor IC50, se utiliza el parámetro kobs/[I],[15] donde kobs es el primer valor observado de la tasa de inactivación (obtenido al representar en una gráfica log %actividad VS. tiempo) e [I] es la concentración de inhibidor. El parámetro kobs/[I] es válido siempre y cuando el inhibidor no se encuentre a concentraciones saturantes (en cuyo caso tendríamos que kobs = kinact).
Análisis de la inhibición irreversible
Esquema de la cinética enzimática de los inhibidores irreversibles.
Como se muestra en la figura de la izquierda, los inhibidores irreversibles forman inicialmente un complejo reversible y no covalente con la enzima (EI o ESI), que reaccionará posteriormente para producir una modificación covalente en lo que se denomina el "complejo del punto muerto" EI*. La tasa a la cual se forma EI* es llamada tasa de inactivación o kinact. Puesto que la formación de EI puede competir con ES, la unión de los inhibidores irreversibles puede ser prevenida por competencia tanto con el sustrato como con un segundo inhibidor reversible. Este efecto de protección es una buena evidencia de una reacción específica del inhibidor irreversible con el sitio activo.
Los pasos de unión e inactivación de esta reacción son analizados incubando la enzima con el inhibidor y midiendo la actividad que va quedando a lo largo del tiempo. La actividad irá disminuyendo de forma paulatina con tiempo, generalmente siguiendo una dinámica de decaimiento exponencial. Ajustando estos datos a una ecuación de rango podemos obtener la tasa de inactivación a esta concentración de inhibidor. Esto se hace a diferentes concentraciones de inhibidor. Si un complejo EI reversible está involucrado el rango de inactivación será saturable y al ajustarla a esta curva obtendremos los valores de kinact y Ki.[16]
Otro método que es ampliamente utilizado en estos análisis es la espectrometría de masas. En este caso, la medida exacta de la masa de la enzima nativa sin modificar y de la enzima inactivada, nos da el aumento en la masa causado por la reacción con el inhibidor, con lo que obtenemos la estequiometría de la reacción.[17] Para llevar a cabo esta técnica suele ser necesario el uso de un espectrómetro de masas MALDI-TOF. Una técnica complementaria a esta es la huella peptídica, que implica la digestión de proteínas nativas o modificadas con una peptidasa como la tripsina. Esto genera una serie de péptidos que pueden ser analizados usando un espectrómetro de masas. El péptido que cambie su masa después de llevar a cabo la reacción con el inhibidor será aquel que contenga el sitio de la modificación.
Casos especiales
Mecanismo químico para inhibición irreversible de la ornitina descarboxilasa por medio de DFMO. El piridoxal 5'-fosfato (Py) y la enzima (E) no se muestran.[18] (Adaptado del artículo que figura en la referencia).
No todos los inhibidores irreversibles forman uniones covalentes con la enzima que tienen como diana. Algunos inhibidores reversibles se unen tan fuertemente a su objetivo que son prácticamente irreversibles. Estos inhibidores de unión fuerte suelen mostrar una cinética similar a la de los inhibidores irreversibles que forman enlaces covalentes. En estos casos, algunos de estos inhibidores se unen rápidamente a la enzima formando un complejo EI de baja afinidad, que después experimenta una reacción más lenta hacia un complejo EI* muy fuertemente unido (ver la imagen arriba). Este comportamiento cinético es denominado unión lenta.[19] Este lento reajuste posterior normalmente implica un cambio conformacional cuando la enzima se pliega alrededor de la molécula inhibidora. Como ejemplos de inhibidores de unión lenta cabe destacar algún fármaco importante como el metotrexato,[20] el allopurinol[21] y la forma activada del aciclovir.[22]
Ejemplos de inhibidores irreversibles
Tripanotión reductasa donde se muestran dos moléculas unidas al centro activo: la inferior es un inhibidor unido de forma irreversible y la superior un inhibidor unido de forma reversible. Creado mediante PDB 1GXF.
El diisopropilfluorofosfato (DFP) se muestra como un ejemplo de inhibidor irreversible de la proteasa en el apartado "Inhibidores irreversibles" arriba a la derecha. La enzima hidroliza el enlace entre el fósforo y el flúor, pero el residuo de fosfato se mantiene unido a una serina en el centro activo, inactivándolo.[23] Además, el DFP también reacciona con el centro activo de la acetilcolinesterasa en la sinapsis de las neuronas, lo que lo convierte en una potente neurotoxina, con una dosis letal a partir de cantidades inferiores a 100 mg.[24]
La inhibición suicida es un tipo común de inhibición irreversible donde la enzima convierte al inhibidor en una sustancia reactiva en su centro activo. Un ejemplo de esto es el inhibidor de biosintetizadores de poliaminas α-difluorometilornitina o DFMO, que es un análogo del aminoácido ornitina, y es usado para tratar la Tripanosomiasis Africana (enfermedad del sueño).
La ornitina decarboxilasa puede catalizar la descarboxilación del DFMO sustituyendo a la ornitina, como se muestra en la figura del apartado anterior. Sin embargo, esta reacción de descarboxilación es seguida por la eliminación del átomo de flúor, lo que convierte a este intermediario en una imina, una especie altamente electrofílica. Esta forma reactiva del DFMO reacciona posteriormente con un residuo de cisteína o lisina en el centro activo para inactivar la enzima irreversiblemente.[18]
Puesto que la inhibición irreversible implica a menudo la formación inicial de un complejo EI no covalente, a veces es posible que un inhibidor pueda unirse a una enzima de diversas formas. Como ejemplo cabe destacar el caso de la enzima tripanotión reductasa perteneciente al protozoo y parásito humano Trypanosoma cruzi, donde dos moléculas de un inhibidor llamado mostaza quinacrina, presentan la capacidad de unirse a su centro activo. La molécula superior se une de forma reversible, pero la de abajo se une de forma covalente al reaccionar con un residuo de aminoácido a través de su grupo de mostaza nitrogenada.
Los inhibidores enzimáticos son moléculas que se unen a enzimas y disminuyen su actividad. Puesto que el bloqueo de una enzima puede matar a un organismo patógeno o corregir un desequilibrio metabólico, muchos medicamentos actúan como inhibidores enzimáticos. También son usados como herbicidas y pesticidas. Sin embargo, no todas las moléculas que se unen a las enzimas son inhibidores; los activadores enzimáticos se unen a las enzimas e incrementan su actividad.
La unión de un inhibidor puede impedir la entrada del sustrato al sitio activo de la enzima y/u obstaculizar que la enzima catalice su reacción correspondiente. La unión del inhibidor puede ser reversible o irreversible. Normalmente, los inhibidores irreversibles reaccionan con la enzima de forma covalente y modifican su estructura química a nivel de residuos esenciales de los aminoácidos necesarios para la actividad enzimática. En cambio, los inhibidores reversibles se unen a la enzima de forma no covalente, dando lugar a diferentes tipos de inhibiciones, dependiendo de si el inhibidor se une a la enzima, al complejo enzima-sustrato o a ambos.
Muchos medicamentos son inhibidores enzimáticos, por lo que su descubrimiento y mejora es un campo de investigación activo en la bioquímica y la farmacología. La validez de un inhibidor enzimático medicinal suele venir determinada por su especificidad (su carencia de unirse a otras proteínas) y su potencia (su constante de disociación, la cual indica la concentración necesaria para inhibir a una enzima). Una alta especificidad y potencia asegura que el medicamento va a tener pocos efectos secundarios y por tanto una baja toxicidad.
Los inhibidores enzimáticos también son usados en la naturaleza y están implicados en la regulación del metabolismo. Por ejemplo, las enzimas en una ruta metabólica pueden ser inhibidas por los productos resultantes de sus respectivas rutas. Este tipo de retroalimentación negativa retarda el flujo a través de la ruta cuando los productos comienzan a acumularse y es una manera importante de mantener la homeostasis en una célula. Otros inhibidores enzimáticos celulares son proteínas que se unen específicamente e inhiben una diana enzimática. Esto puede ayudar a controlar enzimas que pueden ser dañinas para la célula, como las proteasas o nucleasas. Un buen ejemplo es el inhibidor de la ribonucleasa, que se une a esta enzima en una de las interacciones proteína–proteína más fuertes conocidas.[1] Como inhibidores enzimáticos naturales también cabe destacar los venenos, que son usados como defensa contra los depredadores o como forma de matar a una presa.
Inhibidores reversibles
Los inhibidores reversibles se unen a las enzimas mediante interacciones no covalentes tales como los puentes de hidrógeno, las interacciones hidrofóbicas y los enlaces iónicos. Los enlaces débiles múltiples entre el inhibidor y el sitio activo se combinan para producir una unión fuerte y específica. Al contrario de lo que ocurre con el sustrato y los inhibidores irreversibles, los inhibidores reversibles generalmente no experimentan reacciones químicas cuando se unen a la enzima y pueden ser eliminados fácilmente por dilución o por diálisis.
Tipos de inhibidores reversibles
Inhibición competitiva: el sustrato (S) y el inhibidor (I) compiten por el sitio activo.
Existen tres tipos de inhibidores reversibles. Se clasifican en base al efecto producido por la variación de la concentración del sustrato de la enzima en el inhibidor.[2]
En la inhibición competitiva, el sustrato y el inhibidor no se pueden unir a la misma enzima al mismo tiempo, como se muestra en la figura de la derecha. Esto generalmente ocurre cuando el inhibidor tiene afinidad por el sitio activo de una enzima en el que también se une el sustrato; el sustrato y el inhibidor compiten para el acceso al sitio activo de la enzima. Este tipo de inhibición se puede superar con concentraciones suficientemente altas del sustrato, es decir, dejando fuera de competición al inhibidor. Los inhibidores competitivos son a menudo similares en estructura al sustrato verdadero (ver ejemplos expuestos más abajo).
En la inhibición mixta, el inhibidor se puede unir a la enzima al mismo tiempo que el sustrato. Sin embargo, la unión del inhibidor afecta la unión del sustrato, y viceversa. Este tipo de inhibición se puede reducir, pero no superar al aumentar las concentraciones del sustrato. Aunque es posible que los inhibidores de tipo mixto se unan en el sitio activo, este tipo de inhibición resulta generalmente de un efecto alostérico donde el inhibidor se une a otro sitio que no es el sitio activo de la enzima. La unión del inhibidor con el sitio alostérico cambia la conformación (es decir, la estructura terciaria o la forma tridimensional) de la enzima de modo que la afinidad del sustrato por el sitio activo se reduce.
La inhibición no competitiva es una forma de inhibición mixta donde la unión del inhibidor con la enzima reduce su actividad pero no afecta la unión con el sustrato. Como resultado, el grado de inhibición depende solamente de la concentración de inhibidor.
Descripción cuantitativa de la inhibición reversible
La inhibición reversible puede ser descrita cuantitativamente en términos de la unión del inhibidor a la enzima y al complejo enzima-sustrato, y sus efectos en las constantes cinéticas de la enzima. En el esquema clásico de Michaelis-Menten mostrado abajo, una enzima (E) se une a su sustrato (S) para formar el complejo enzima-sustrato ES. En la catálisis, este complejo se rompe para liberar el producto P y la enzima E. El inhibidor (I) puede unirse tanto a E como a ES con las constantes de disociación Ki o Ki', respectivamente.
Los inhibidores competitivos se pueden unir a E, pero no a ES. La inhibición competitiva aumenta el valor de Km (es decir, el inhibidor interfiere con la unión del sustrato), pero no afecta a la Vmax (el inhibidor no obstaculiza la catálisis en ES porque no se puede unir a ES).
Los inhibidores no competitivos tienen afinidades idénticas por E y ES (Ki = Ki'). La inhibición no competitiva no cambia la Km (es decir, no afecta a la unión del sustrato) pero disminuye la Vmax (es decir, la unión del inhibidor obstaculiza la catálisis).
Los inhibidores de tipo mixto se unen tanto a E como a ES, pero sus afinidades por estas dos formas de enzimas son distintas (Ki ≠ Ki'). Por lo tanto, los inhibidores de tipo mixto interfieren con la unión del sustrato (incremento de Km) y dificulta la catálisis en el complejo ES (disminución de la Vmax).
Cuando una enzima tiene múltiples sustratos, los inhibidores pueden mostrar distintos tipos de inhibiciones dependiendo del sustrato que se considere, ya que el sitio activo posee dos diferentes lugares para la unión con el sustrato en el mismo sitio activo, uno para cada sustrato. Por ejemplo, un inhibidor puede competir con el sustrato A por el primer sitio de unión, pero ser un inhibidor no competitivo con respecto al sustrato B en el segundo sitio de unión.[3]
Medición de las constantes de disociación en un inhibidor reversible
Diagramas de Lineweaver-Burke de los diferentes tipos de inhibidores enzimáticos reversibles. La flecha muestra el efecto producido por el incremento de las concentraciones de inhibidor.
Según lo observado arriba, un inhibidor enzimático está caracterizado por sus dos constantes de disociación, Ki y Ki', de la enzima y del complejo enzima-sustrato, respectivamente. La constante del complejo enzima-inhibidor Ki puede ser medida directamente por varios métodos. Un método extremadamente exacto es la calorimetría isoterma de titulación, en donde el inhibidor es titulado en una solución de enzimas y el calor liberado o absorbido es medido.[4] Sin embargo, la otra constante de disociación Ki' es difícil de medir directamente, ya que el complejo enzima-sustrato tiene un periodo de vida muy corto y está dando lugar a la reacción química para formar el producto. Por lo tanto, Ki' suele medirse de forma indirecta, observando la actividad enzimática bajo varias concentraciones de sustrato e inhibidor, y ajustando los datos[5] a una ecuación de Michaelis–Menten modificada:
donde los factores de modificación α y α' son definidos por la concentración del inhibidor y sus dos constantes de disociación
Así, en presencia del inhibidor, la efectividad de la enzima Km y Vmax es ahora (α/α')Km y (1/α')Vmax, respectivamente. Sin embargo, la ecuación de Michaelis-Menten modificada asume que la unión del inhibidor a la enzima alcanza el equilibrio, el cual puede ser un proceso muy lento para los inhibidores con constantes secundarias nanomolares de disociación. En estos casos, es usualmente más práctico tratar al inhibidor de unión fuerte como un inhibidor irreversible (ver abajo). Sin embargo, todavía puede ser posible estimar Ki' cinéticamente si Ki es medido independientemente.
Los efectos de diferentes tipos de inhibidores enzimáticos reversibles en la actividad enzimática pueden ser visualizados usando la representación gráfica de la ecuación de Michaelis–Menten, mediante los diagramas de Lineweaver-Burke o de Eadie-Hofstee. Por ejemplo, en los diagramas de Lineweaver-Burk a la derecha, las líneas de la inhibición competitiva intersecan el eje-y, ilustrando que tales inhibidores no afectan a la Vmax. De igual manera, las líneas de la inhibición no competitiva intersecan el eje-x, mostrando que estos inhibidores no afectan a la Km. Sin embargo, puede ser complicado estimar Ki y Ki' con precisión en estos diagramas,[6] por lo que es recomendable estimar estas constantes usando métodos más fiables de regresión no lineal, según lo descrito arriba.
Casos especiales El mecanismo de la inhibición parcialmente competitiva es similar al de la inhibición no competitiva, excepto que el complejo EIS tiene actividad catalítica, la cual decrece o incluso aumenta (activación parcialmente competitiva) en comparación al complejo enzima-sustrato (ES). Esta inhibición suele exhibir un valor más bajo de Vmax, pero un valor de Km inalterado.[7]
La inhibición no competitiva se produce cuando el inhibidor se une sólo al complejo enzima-sustrato, no a la enzima libre. El complejo EIS es catalíticamente inactivo. Esta forma de inhibición es rara y causa una disminución tanto en el valor de Vmax como en el de Km.[7]
La inhibición por sustrato y por producto es donde el sustrato o el producto de una reacción enzimática inhiben la actividad enzimática. Este tipo de inhibición puede seguir los patrones competitivos, no competitivos o mixtos. En la inhibición por sustrato hay una disminución progresiva de la actividad a altas concentraciones de sustrato. Esto puede indicar la existencia de dos sitios de unión entre sustrato y enzima. Cuando hay poco sustrato, se ocupa el sitio de alta afinidad y sigue la cinética normal. Sin embargo, a altas concentraciones, el segundo sitio de inhibición se ocupa, inhibiendo a la enzima.[8] La inhibición por parte del producto es a menudo una característica reguladora en el metabolismo y puede ser una forma de retroalimentación negativa.
La inhibición lenta y fuerte se produce cuando el complejo enzima-inhibidor EI inicial experimenta una isomerización a un segundo complejo más fuertemente unido, EI*, pero el proceso total de la inhibición es reversible. Esto se manifiesta como un lento aumento en la inhibición enzimática. En estas condiciones, la tradicional cinética de Michaelis–Menten da un valor falso para Ki, el cual depende del tiempo. El verdadero valor de Ki puede ser obtenido a través de un análisis más complejo de las constantes de rango de encendido (kon) y apagado (koff) para la asociación del inhibidor (véase la inhibición irreversible para más información).
Ejemplos de inhibidores reversibles
Estructura molecular del ritonavir, un inhibidor de proteasa de carácter peptídico.
Puesto que las enzimas han evolucionado para unirse a sus sustratos fuertemente, y la mayoría de los inhibidores reversibles se unen al sitio activo de las enzimas, es poco sorprendente que algunos de estos inhibidores sean muy similares en estructura a los sustratos de sus dianas. Como ejemplo de estos imitadores de sustratos caben destacar los inhibidores de la proteasa, una clase muy efectiva de fármacos antirretrovirales usados para tratar el VIH.[9] La estructura del ritonavir (figura de la derecha), un inhibidor de la proteasa, consiste en un péptido con tres enlaces peptídicos. Dicha estructura se asemeja a la proteína que es el sustrato de la proteasa del VIH, por lo que ambos compiten por la unión al sitio activo de la enzima.Los inhibidores enzimáticos son a menudo diseñados para imitar el estado de transición o intermedio de una reacción catalizada por una enzima. Esto asegura que el inhibidor cambie el estado de transición estableciendo un efecto en la enzima, lo que resulta en una afinidad de unión mejor (baja Ki) que los diseños basados en sustratos. Un ejemplo de un inhibidor en ese estado de transición es el fármaco antiviral oseltamivir, que imita la naturaleza plana del anillo del ion oxonio en la reacción de la neuraminidasa, una enzima del virus[]
Estructura molecular del tipranavir, un inhibidor de proteasa de carácter no peptídico.
Sin embargo, no todos los inhibidores están basados en la estructura del sustrato. Por ejemplo, la estructura de otro inhibidor de la proteasa del VIH, el tipranavir, (representada a la derecha), no está basada en un péptido y no tiene similitudes estructurales obvias con la proteína sustrato. Estos inhibidores no peptídicos pueden ser más estables que los inhibidores que contienen enlaces peptídicos porque estos no son sustratos para las peptidasas, con lo que son menos propensas a ser degradadas en la célula[]
En el diseño de fármacos es importante considerar las concentraciones de sustrato a las cuales se expondrá la enzima en cuestión. Por ejemplo, algunos inhibidores de proteínas quinasas tienen estructuras químicas que son similares al adenosín trifosfato, uno de los sustratos de esta enzima. Sin embargo, ciertos fármacos que son simplemente inhibidores competitivos tendrán que competir con altas concentraciones de ATP en la célula. Las proteínas quinasas también pueden ser inhibidas por competencia en el sitio de unión donde la quinasa interactúa con sus proteínas sustrato, y la mayoría de las proteínas presentes en el interior de una célula se encuentran a concentraciones mucho menores que las concentraciones de ATP. En consecuencia, si dos inhibidores de proteínas quinasas se unen en sus sitios activos con afinidad similar, pero solo uno tiene que competir con el ATP, entonces el inhibidor competitivo en el sitio de unión de la proteína inhibirá a la enzima más eficientemente[]
Inhibidores irreversibles
Los inhibidores irreversibles normalmente modifican una enzima covalentemente, con lo que la inhibición no puede ser invertida. Los inhibidores irreversibles suelen contener grupos funcionales reactivos como mostazas nitrogenadas, aldehídos, haloalcanos o alquenos. Estos grupos electrofílicos reaccionan con las cadenas de aminoácidos para formar uniones covalentes. Los residuos modificados son aquellos que contienen en sus cadenas laterales nucleófilos como por ejemplo un grupo hidroxilo o un grupo sulfhidrilo. Esto incluye a los aminoácidos serina (como en el DFP, a la derecha), cisteína, treonina o tirosina.[13]
Tipos de inhibiciones irreversibles
La inhibición irreversible es diferente de la inactivación enzimática reversible. Los inhibidores irreversibles son generalmente específicos para un tipo de enzima y no inactivan a todas las proteínas. No funcionan destruyendo la estructura proteínica, sino alterando específicamente la estrucutra tridimencional del sitio activo inhabilitándolo. Por ejemplo, el pH y las temperaturas extremas causan la desnaturalización de casi todas las proteínas, pero este no es un efecto específico. De forma similar, algunos tratamientos químicos no específicos destruyen la estructura de la proteína: por ejemplo, si son sometidas a una elevada concentración de ácido clorhídrico, el cual hidrolizará los enlaces peptídicos que mantienen unidos los aminoácidos de las proteínas.[14]
Los inhibidores irreversibles dan lugar a una inhibición dependiente del tiempo y, por ello, su potencia no puede ser caracterizada mediante la determinación del valor IC50. Esto se debe a que la cantidad de enzima activa a una concentración dada de inhibidor irreversible será diferente dependiendo del tiempo de pre-incubación del inhibidor con la enzima. Por ello, en lugar del valor IC50, se utiliza el parámetro kobs/[I],[15] donde kobs es el primer valor observado de la tasa de inactivación (obtenido al representar en una gráfica log %actividad VS. tiempo) e [I] es la concentración de inhibidor. El parámetro kobs/[I] es válido siempre y cuando el inhibidor no se encuentre a concentraciones saturantes (en cuyo caso tendríamos que kobs = kinact).
Análisis de la inhibición irreversible
Esquema de la cinética enzimática de los inhibidores irreversibles.
Como se muestra en la figura de la izquierda, los inhibidores irreversibles forman inicialmente un complejo reversible y no covalente con la enzima (EI o ESI), que reaccionará posteriormente para producir una modificación covalente en lo que se denomina el "complejo del punto muerto" EI*. La tasa a la cual se forma EI* es llamada tasa de inactivación o kinact. Puesto que la formación de EI puede competir con ES, la unión de los inhibidores irreversibles puede ser prevenida por competencia tanto con el sustrato como con un segundo inhibidor reversible. Este efecto de protección es una buena evidencia de una reacción específica del inhibidor irreversible con el sitio activo.
Los pasos de unión e inactivación de esta reacción son analizados incubando la enzima con el inhibidor y midiendo la actividad que va quedando a lo largo del tiempo. La actividad irá disminuyendo de forma paulatina con tiempo, generalmente siguiendo una dinámica de decaimiento exponencial. Ajustando estos datos a una ecuación de rango podemos obtener la tasa de inactivación a esta concentración de inhibidor. Esto se hace a diferentes concentraciones de inhibidor. Si un complejo EI reversible está involucrado el rango de inactivación será saturable y al ajustarla a esta curva obtendremos los valores de kinact y Ki.[16]
Otro método que es ampliamente utilizado en estos análisis es la espectrometría de masas. En este caso, la medida exacta de la masa de la enzima nativa sin modificar y de la enzima inactivada, nos da el aumento en la masa causado por la reacción con el inhibidor, con lo que obtenemos la estequiometría de la reacción.[17] Para llevar a cabo esta técnica suele ser necesario el uso de un espectrómetro de masas MALDI-TOF. Una técnica complementaria a esta es la huella peptídica, que implica la digestión de proteínas nativas o modificadas con una peptidasa como la tripsina. Esto genera una serie de péptidos que pueden ser analizados usando un espectrómetro de masas. El péptido que cambie su masa después de llevar a cabo la reacción con el inhibidor será aquel que contenga el sitio de la modificación.
Casos especiales
Mecanismo químico para inhibición irreversible de la ornitina descarboxilasa por medio de DFMO. El piridoxal 5'-fosfato (Py) y la enzima (E) no se muestran.[18] (Adaptado del artículo que figura en la referencia).
No todos los inhibidores irreversibles forman uniones covalentes con la enzima que tienen como diana. Algunos inhibidores reversibles se unen tan fuertemente a su objetivo que son prácticamente irreversibles. Estos inhibidores de unión fuerte suelen mostrar una cinética similar a la de los inhibidores irreversibles que forman enlaces covalentes. En estos casos, algunos de estos inhibidores se unen rápidamente a la enzima formando un complejo EI de baja afinidad, que después experimenta una reacción más lenta hacia un complejo EI* muy fuertemente unido (ver la imagen arriba). Este comportamiento cinético es denominado unión lenta.[19] Este lento reajuste posterior normalmente implica un cambio conformacional cuando la enzima se pliega alrededor de la molécula inhibidora. Como ejemplos de inhibidores de unión lenta cabe destacar algún fármaco importante como el metotrexato,[20] el allopurinol[21] y la forma activada del aciclovir.[22]
Ejemplos de inhibidores irreversibles
Tripanotión reductasa donde se muestran dos moléculas unidas al centro activo: la inferior es un inhibidor unido de forma irreversible y la superior un inhibidor unido de forma reversible. Creado mediante PDB 1GXF.
El diisopropilfluorofosfato (DFP) se muestra como un ejemplo de inhibidor irreversible de la proteasa en el apartado "Inhibidores irreversibles" arriba a la derecha. La enzima hidroliza el enlace entre el fósforo y el flúor, pero el residuo de fosfato se mantiene unido a una serina en el centro activo, inactivándolo.[23] Además, el DFP también reacciona con el centro activo de la acetilcolinesterasa en la sinapsis de las neuronas, lo que lo convierte en una potente neurotoxina, con una dosis letal a partir de cantidades inferiores a 100 mg.[24]
La inhibición suicida es un tipo común de inhibición irreversible donde la enzima convierte al inhibidor en una sustancia reactiva en su centro activo. Un ejemplo de esto es el inhibidor de biosintetizadores de poliaminas α-difluorometilornitina o DFMO, que es un análogo del aminoácido ornitina, y es usado para tratar la Tripanosomiasis Africana (enfermedad del sueño).
La ornitina decarboxilasa puede catalizar la descarboxilación del DFMO sustituyendo a la ornitina, como se muestra en la figura del apartado anterior. Sin embargo, esta reacción de descarboxilación es seguida por la eliminación del átomo de flúor, lo que convierte a este intermediario en una imina, una especie altamente electrofílica. Esta forma reactiva del DFMO reacciona posteriormente con un residuo de cisteína o lisina en el centro activo para inactivar la enzima irreversiblemente.[18]
Puesto que la inhibición irreversible implica a menudo la formación inicial de un complejo EI no covalente, a veces es posible que un inhibidor pueda unirse a una enzima de diversas formas. Como ejemplo cabe destacar el caso de la enzima tripanotión reductasa perteneciente al protozoo y parásito humano Trypanosoma cruzi, donde dos moléculas de un inhibidor llamado mostaza quinacrina, presentan la capacidad de unirse a su centro activo. La molécula superior se une de forma reversible, pero la de abajo se une de forma covalente al reaccionar con un residuo de aminoácido a través de su grupo de mostaza nitrogenada.
REGULACION DE LA ACTIVIDAD ENZIMATICA
EFECTO DEL pH SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
Los enzimas poseen grupos químicos ionizables (carboxilos -COOH; amino -NH2; tiol -SH; imidazol, etc.) en las cadenas laterales de sus aminoácidos. Según el pH del medio, estos grupos pueden tener carga eléctrica positiva, negativa o neutra. Como la conformación de las proteínas depende, en parte, de sus cargas eléctricas, habrá un pH en el cual la conformación será la más adecuada para la actividad catalítica (Figura de la derecha). Este es el llamado pH óptimo. La mayoría de los enzimas son muy sensibles a los cambios de pH. Desviaciones de pocas décimas por encima o por debajo del pH óptimo pueden afectar drásticamente su actividad. Así, la pepsina gástrica tiene un pH óptimo de 2, la ureasa lo tiene a pH 7 y la arginasa lo tiene a pH 10 (Figura de la izquierda). Como ligeros cambios del pH pueden provocar la desnaturalización de la proteína, los seres vivos han desarrollado sistemas más o menos complejos para mantener estable el pH intracelular: Los amortiguadores fisiológicos.
EFECTO DE LA TEMPERATURA SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
En general, los aumentos de temperatura aceleran las reacciones químicas: por cada 10ºC de incremento, la velocidad de reacción se duplica. Las reacciones catalizadas por enzimas siguen esta ley general. Sin embargo, al ser proteínas, a partir de cierta temperatura, se empiezan a desnaturalizar por el calor. La temperatura a la cual la actividad catalítica es máxima se llama temperatura óptima (Figura de la derecha). Por encima de esta temperatura, el aumento de velocidad de la reacción debido a la temperatura es contrarrestado por la pérdida de actividad catalítica debida a la desnaturalización térmica, y la actividad enzimática decrece rápidamente hasta anularse.
EFECTO DE LOS COFACTORES SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
A veces, un enzima requiere para su función la presencia de sustancias no proteicas que colaboran en la catálisis: los cofactores. Los cofactores pueden ser iones inorgánicos como el Fe++, Mg++, Mn++, Zn++ etc. Casi un tercio de los enzimas conocidos requieren cofactores. Cuando el cofactor es una molécula orgánica se llama coenzima. Muchos de estos coenzimas se sintetizan a partir de vitaminas. En la figura de la izquierda podemos observar una molécula de mioglobina (proteína que transporta oxígeno al tejido muscular) y su coenzima (el grupo hemo, representado en color rojo). Cuando los cofactores y las coenzimas se encuentran unidos covalentemente al enzima se llaman grupos prostéticos. La forma catalíticamente activa del enzima, es decir, el enzima unida a su grupo prostético, se llama holoenzima. La parte proteica de un holoenzima (inactiva) se llama apoenzima, de forma que:apoenzima + grupo prostético= holoenzima
EFECTO DE LAS CONCENTRACIONES SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
La velocidad de una reacción enzimática depende de la concentración de sustrato. La Figura de la derecha muestra la velocidad de una reacción enzimática a 6 concentraciones distintas de sustrato.Además, la presencia de los productos finales puede hacer que la reacción sea más lenta, o incluso invertir su sentido (Figura inferior).
EFECTO DE LOS INHIBIDORES SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
Ciertas moléculas pueden inhibir la acción catalítica de un enzima: son los inhibidores. Estos inhibidores bien pueden ocupar temporalmente el centro activo por semejanza estructural con el sustrato original (inhibidor competitivo) o bien alteran la conformación espacial del enzima, impidiendo su unión al sustrato (inhibidor no competitivo) (Figuras inferiores).Inhibidor competitivo Inhibidor no competitivo
MODULACIÓN ALOSTÉRICA DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
Hay enzimas que pueden adoptar 2 conformaciones interconvertibles llamadas R (relajada) y T (tensa). R es la forma más activa porque se une al sustrato con más afinidad. Las formas R y T se encuentran en equilibrio R <==> T (Figura inferior):Ciertas sustancias tienden a estabilizar la forma R. Son los llamados moduladores positivos. El propio sustrato es a menudo un modulador positivo. Las moléculas que favorecen la forma R pero que actúan sobre una región del enzima distinta del centro activo son los activadores alostéricos (Figura inferior izquierda).Activador alostérico: favorece la unión del sustrato Inhibidor alostérico: impide la unión del sustrato Las sustancias que favorecen la forma T y disminuyen la actividad enzimática son los moduladores negativos. Si estos moduladores actúan en lugares distintos del centro activo del enzima se llaman inhibidores alostéricos (Figura superior derecha) .
EFECTO DE LA MODIFICACIÓN COVALENTE SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
Otros enzimas pasan de una forma menos activa a otra más activa uniéndose covalentemente a un grupo químico de pequeño tamaño como el Pi o el AMP. También se da el caso inverso, en el que un enzima muy activo se desactiva al liberar algún grupo químico. En las enzimas de las vías degradativas del metabolismo, la forma fosforilada es más activa que la no fosforilada, mientras que en las vías biosintéticas ocurre lo contrario. En las figuras inferiores se ilustra la activación de una proteína por fosforilación.Elementos de la reacción El enzima no fosforilado es inactivo El enzima fosforilado es activo
ACTIVACIÓN PROTEOLÍTICA DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
Algunos enzimas no se sintetizan como tales, sino como proteínas precursoras sin actividad enzimática. Estas proteínas se llaman proenzimas o zimógenos. Para activarse, los zimógenos sufren un ataque hidrolítico que origina la liberación de uno o varios péptidos. El resto de la molécula proteica adopta la conformación y las propiedades del enzima activo. Muchos enzimas digestivos se secretan en forma de zimógenos y en el tubo digestivo se convierten en la forma activa. Es el caso de la a-quimotripsina, que se sintetiza en forma de quimotripsinógeno (Figura superior). Si estos enzimas se sintetizasen directamente en forma activa destruirían la propia célula que las produce. Así, la tripsina pancreática (una proteasa) se sintetiza como tripsinógeno (inactivo). Si por alguna razón se activa en el propio páncreas, la glándula sufre un proceso de autodestrucción (pancreatitis aguda), a menudo mortal.
REGULACIÓN DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA POR MEDIO DE ISOENZIMAS
Algunos enzimas tienen distinta estructura molecular aunque su función biológica es similar. Se llaman isozimas o isoenzimas. Estas diferencias de estructura se traducen en ligeros cambios en sus propiedades, de forma que cada isozima se adapta perfectamente a la función que debe realizar. Así, podemos observar la existencia de isoenzimas en función de:el tipo de tejido: Por ejemplo, la lactato deshidrogenasa presenta isozimas distintos en músculo y corazón. el compartimento celular donde actúa: Por ejemplo, la malato deshidrogenasa del citoplasma es distinta de la de la mitocondria. el momento concreto del desarrollo del individuo: Por ejemplo, algunos enzimas de la glicolisis del feto son diferentes de los mismos enzimas en el adulto.
Los enzimas poseen grupos químicos ionizables (carboxilos -COOH; amino -NH2; tiol -SH; imidazol, etc.) en las cadenas laterales de sus aminoácidos. Según el pH del medio, estos grupos pueden tener carga eléctrica positiva, negativa o neutra. Como la conformación de las proteínas depende, en parte, de sus cargas eléctricas, habrá un pH en el cual la conformación será la más adecuada para la actividad catalítica (Figura de la derecha). Este es el llamado pH óptimo. La mayoría de los enzimas son muy sensibles a los cambios de pH. Desviaciones de pocas décimas por encima o por debajo del pH óptimo pueden afectar drásticamente su actividad. Así, la pepsina gástrica tiene un pH óptimo de 2, la ureasa lo tiene a pH 7 y la arginasa lo tiene a pH 10 (Figura de la izquierda). Como ligeros cambios del pH pueden provocar la desnaturalización de la proteína, los seres vivos han desarrollado sistemas más o menos complejos para mantener estable el pH intracelular: Los amortiguadores fisiológicos.
EFECTO DE LA TEMPERATURA SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
En general, los aumentos de temperatura aceleran las reacciones químicas: por cada 10ºC de incremento, la velocidad de reacción se duplica. Las reacciones catalizadas por enzimas siguen esta ley general. Sin embargo, al ser proteínas, a partir de cierta temperatura, se empiezan a desnaturalizar por el calor. La temperatura a la cual la actividad catalítica es máxima se llama temperatura óptima (Figura de la derecha). Por encima de esta temperatura, el aumento de velocidad de la reacción debido a la temperatura es contrarrestado por la pérdida de actividad catalítica debida a la desnaturalización térmica, y la actividad enzimática decrece rápidamente hasta anularse.
EFECTO DE LOS COFACTORES SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
A veces, un enzima requiere para su función la presencia de sustancias no proteicas que colaboran en la catálisis: los cofactores. Los cofactores pueden ser iones inorgánicos como el Fe++, Mg++, Mn++, Zn++ etc. Casi un tercio de los enzimas conocidos requieren cofactores. Cuando el cofactor es una molécula orgánica se llama coenzima. Muchos de estos coenzimas se sintetizan a partir de vitaminas. En la figura de la izquierda podemos observar una molécula de mioglobina (proteína que transporta oxígeno al tejido muscular) y su coenzima (el grupo hemo, representado en color rojo). Cuando los cofactores y las coenzimas se encuentran unidos covalentemente al enzima se llaman grupos prostéticos. La forma catalíticamente activa del enzima, es decir, el enzima unida a su grupo prostético, se llama holoenzima. La parte proteica de un holoenzima (inactiva) se llama apoenzima, de forma que:apoenzima + grupo prostético= holoenzima
EFECTO DE LAS CONCENTRACIONES SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
La velocidad de una reacción enzimática depende de la concentración de sustrato. La Figura de la derecha muestra la velocidad de una reacción enzimática a 6 concentraciones distintas de sustrato.Además, la presencia de los productos finales puede hacer que la reacción sea más lenta, o incluso invertir su sentido (Figura inferior).
EFECTO DE LOS INHIBIDORES SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
Ciertas moléculas pueden inhibir la acción catalítica de un enzima: son los inhibidores. Estos inhibidores bien pueden ocupar temporalmente el centro activo por semejanza estructural con el sustrato original (inhibidor competitivo) o bien alteran la conformación espacial del enzima, impidiendo su unión al sustrato (inhibidor no competitivo) (Figuras inferiores).Inhibidor competitivo Inhibidor no competitivo
MODULACIÓN ALOSTÉRICA DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
Hay enzimas que pueden adoptar 2 conformaciones interconvertibles llamadas R (relajada) y T (tensa). R es la forma más activa porque se une al sustrato con más afinidad. Las formas R y T se encuentran en equilibrio R <==> T (Figura inferior):Ciertas sustancias tienden a estabilizar la forma R. Son los llamados moduladores positivos. El propio sustrato es a menudo un modulador positivo. Las moléculas que favorecen la forma R pero que actúan sobre una región del enzima distinta del centro activo son los activadores alostéricos (Figura inferior izquierda).Activador alostérico: favorece la unión del sustrato Inhibidor alostérico: impide la unión del sustrato Las sustancias que favorecen la forma T y disminuyen la actividad enzimática son los moduladores negativos. Si estos moduladores actúan en lugares distintos del centro activo del enzima se llaman inhibidores alostéricos (Figura superior derecha) .
EFECTO DE LA MODIFICACIÓN COVALENTE SOBRE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
Otros enzimas pasan de una forma menos activa a otra más activa uniéndose covalentemente a un grupo químico de pequeño tamaño como el Pi o el AMP. También se da el caso inverso, en el que un enzima muy activo se desactiva al liberar algún grupo químico. En las enzimas de las vías degradativas del metabolismo, la forma fosforilada es más activa que la no fosforilada, mientras que en las vías biosintéticas ocurre lo contrario. En las figuras inferiores se ilustra la activación de una proteína por fosforilación.Elementos de la reacción El enzima no fosforilado es inactivo El enzima fosforilado es activo
ACTIVACIÓN PROTEOLÍTICA DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
Algunos enzimas no se sintetizan como tales, sino como proteínas precursoras sin actividad enzimática. Estas proteínas se llaman proenzimas o zimógenos. Para activarse, los zimógenos sufren un ataque hidrolítico que origina la liberación de uno o varios péptidos. El resto de la molécula proteica adopta la conformación y las propiedades del enzima activo. Muchos enzimas digestivos se secretan en forma de zimógenos y en el tubo digestivo se convierten en la forma activa. Es el caso de la a-quimotripsina, que se sintetiza en forma de quimotripsinógeno (Figura superior). Si estos enzimas se sintetizasen directamente en forma activa destruirían la propia célula que las produce. Así, la tripsina pancreática (una proteasa) se sintetiza como tripsinógeno (inactivo). Si por alguna razón se activa en el propio páncreas, la glándula sufre un proceso de autodestrucción (pancreatitis aguda), a menudo mortal.
REGULACIÓN DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA POR MEDIO DE ISOENZIMAS
Algunos enzimas tienen distinta estructura molecular aunque su función biológica es similar. Se llaman isozimas o isoenzimas. Estas diferencias de estructura se traducen en ligeros cambios en sus propiedades, de forma que cada isozima se adapta perfectamente a la función que debe realizar. Así, podemos observar la existencia de isoenzimas en función de:el tipo de tejido: Por ejemplo, la lactato deshidrogenasa presenta isozimas distintos en músculo y corazón. el compartimento celular donde actúa: Por ejemplo, la malato deshidrogenasa del citoplasma es distinta de la de la mitocondria. el momento concreto del desarrollo del individuo: Por ejemplo, algunos enzimas de la glicolisis del feto son diferentes de los mismos enzimas en el adulto.
ASPECTOS CLINICOS DE LAS ENZIMAS
En bioquímica, se llaman enzimas a las sustancias de naturaleza proteica que catalizan reacciones químicas, siempre que sea termodinámicamente posible (si bien no pueden hacer que el proceso sea más termodinámicamente favorable). En estas reacciones, las enzimas actúan sobre unas moléculas denominadas sustratos, las cuales se convierten en diferentes moléculas, los productos. Casi todos los procesos en las células necesitan enzimas para que ocurran en tasas significativas. A las reacciones mediadas por enzimas se las denomina reacciones enzimáticas.
Debido a que las enzimas son extremadamente selectivas con sus sustratos y su velocidad crece sólo con algunas reacciones de entre otras posibilidades, el conjunto (set) de enzimas sintetizadas en una célula determina el metabolismo que ocurre en cada célula. A su vez, esta síntesis depende de la regulación de la expresión génica.
Como todos los catalizadores, las enzimas funcionan disminuyendo la energía de activación (ΔG‡) de una reacción, de forma que se acelera sustancialmente la tasa de reacción. Las enzimas no alteran el balance energético de las reacciones en que intervienen, ni modifican, por lo tanto, el equilibrio de la reacción, pero consiguen acelerar el proceso incluso millones de veces. Una reacción que se produce bajo el control de una enzima, o de un catalizador en general, alcanza el equilibrio mucho más deprisa que la correspondiente reacción no catalizada.
Al igual que ocurre con otros catalizadores, las enzimas no son consumidas por las reacciones que ellas catalizan, ni alteran su equilibrio químico. Sin embargo, las enzimas difieren de otros catalizadores por ser más específicas. Las enzimas catalizan alrededor de 4.000 reacciones bioquímicas distintas.[1] No todos los catalizadores bioquímicos son proteínas, pues algunas moléculas de ARN son capaces de catalizar reacciones (como el fragmento 16S de los ribosomas en el que reside la actividad peptidil transferasa).
La actividad de las enzimas puede ser afectada por otras moléculas. Los inhibidores enzimáticos son moléculas que disminuyen o impiden la actividad de las enzimas, mientras que los activadores son moléculas que incrementan la actividad. Asimismo, gran cantidad de enzimas requieren de cofactores para su actividad. Muchas drogas o fármacos son moléculas inhibidoras. Igualmente, la actividad es afectada por la temperatura, el pH, la concentración del sustrato y otros factores físico-químicos.
Algunas enzimas son usadas comercialmente, por ejemplo, en la síntesis de antibióticos y productos domésticos de limpieza. Además, ampliamente utilizadas en variados procesos industriales, como son la fabricación de alimentos, destinción de jeans o producción de biocombustibles.
Existe una clasificación normalizada con 6 categorías principales dependiendo de la reacción que catalice la enzima. Cada enzima está clasificada mediante su número EC.
Oxirreductasas
Catalizan reacciones de oxidorreducción o redox. Precisan la colaboración de las coenzimas de oxidorreducción (NAD+, NADP+, FAD) que aceptan o ceden los electrones correspondientes; tras la acción catalítica, estas coenzimas quedan modificadas en su grado de oxidación, por lo que deben ser transformadas antes de volver a efectuar la reacción catalítica.
Ejemplos: deshidrogenasas, peroxidasas.
Transferasas
Transfieren grupos activos (obtenidos de la ruptura de ciertas moléculas) a otras sustancias receptoras. Suelen actuar en procesos de interconversión de monosacáridos, aminoácidos, etc.
Ejemplos: transaminasas, quinasas.
Hidrolasas
Verifican reacciones de hidrólisis con la consiguiente obtención de monómeros a partir de polímeros. Actúan en la digestión de los alimentos, previamente a otras fases de su degradación. La palabra hidrólisis se deriva de hidro 'agua' y lisis 'disolución'.
Ejemplos: glucosidasas, lipasas, esterasas.
Isomerasas
Actúan sobre determinadas moléculas obteniendo de ellas sus isómeros de función o de posición. Suelen actuar en procesos de interconversión.
Ejemplo: epimerasas (mutasa).
Liasas
Catalizan reacciones en las que se eliminan grupos (H2O, CO2 y NH3) para formar un doble enlace o añadirse a un doble enlace, capaces de catalizar la reducción en un sustrato. El sustrato es una molécula, la cual, se une al sitio activo de la enzima para la formación del complejo enzima-sustrato. El mismo, por acción de la enzima, es transformado en producto y es liberado del sitio activo, quedando libre para recibir otro sustrato.
Ejemplos: descarboxilasas, liasas.
Ligasas
Realizan la degradación o síntesis de los enlaces denominados "fuertes" mediante al acoplamiento a sustancias de alto valor energético (como el ATP).
Ejemplos: sintetasas, carboxilasas.
Debido a que las enzimas son extremadamente selectivas con sus sustratos y su velocidad crece sólo con algunas reacciones de entre otras posibilidades, el conjunto (set) de enzimas sintetizadas en una célula determina el metabolismo que ocurre en cada célula. A su vez, esta síntesis depende de la regulación de la expresión génica.
Como todos los catalizadores, las enzimas funcionan disminuyendo la energía de activación (ΔG‡) de una reacción, de forma que se acelera sustancialmente la tasa de reacción. Las enzimas no alteran el balance energético de las reacciones en que intervienen, ni modifican, por lo tanto, el equilibrio de la reacción, pero consiguen acelerar el proceso incluso millones de veces. Una reacción que se produce bajo el control de una enzima, o de un catalizador en general, alcanza el equilibrio mucho más deprisa que la correspondiente reacción no catalizada.
Al igual que ocurre con otros catalizadores, las enzimas no son consumidas por las reacciones que ellas catalizan, ni alteran su equilibrio químico. Sin embargo, las enzimas difieren de otros catalizadores por ser más específicas. Las enzimas catalizan alrededor de 4.000 reacciones bioquímicas distintas.[1] No todos los catalizadores bioquímicos son proteínas, pues algunas moléculas de ARN son capaces de catalizar reacciones (como el fragmento 16S de los ribosomas en el que reside la actividad peptidil transferasa).
La actividad de las enzimas puede ser afectada por otras moléculas. Los inhibidores enzimáticos son moléculas que disminuyen o impiden la actividad de las enzimas, mientras que los activadores son moléculas que incrementan la actividad. Asimismo, gran cantidad de enzimas requieren de cofactores para su actividad. Muchas drogas o fármacos son moléculas inhibidoras. Igualmente, la actividad es afectada por la temperatura, el pH, la concentración del sustrato y otros factores físico-químicos.
Algunas enzimas son usadas comercialmente, por ejemplo, en la síntesis de antibióticos y productos domésticos de limpieza. Además, ampliamente utilizadas en variados procesos industriales, como son la fabricación de alimentos, destinción de jeans o producción de biocombustibles.
Existe una clasificación normalizada con 6 categorías principales dependiendo de la reacción que catalice la enzima. Cada enzima está clasificada mediante su número EC.
Oxirreductasas
Catalizan reacciones de oxidorreducción o redox. Precisan la colaboración de las coenzimas de oxidorreducción (NAD+, NADP+, FAD) que aceptan o ceden los electrones correspondientes; tras la acción catalítica, estas coenzimas quedan modificadas en su grado de oxidación, por lo que deben ser transformadas antes de volver a efectuar la reacción catalítica.
Ejemplos: deshidrogenasas, peroxidasas.
Transferasas
Transfieren grupos activos (obtenidos de la ruptura de ciertas moléculas) a otras sustancias receptoras. Suelen actuar en procesos de interconversión de monosacáridos, aminoácidos, etc.
Ejemplos: transaminasas, quinasas.
Hidrolasas
Verifican reacciones de hidrólisis con la consiguiente obtención de monómeros a partir de polímeros. Actúan en la digestión de los alimentos, previamente a otras fases de su degradación. La palabra hidrólisis se deriva de hidro 'agua' y lisis 'disolución'.
Ejemplos: glucosidasas, lipasas, esterasas.
Isomerasas
Actúan sobre determinadas moléculas obteniendo de ellas sus isómeros de función o de posición. Suelen actuar en procesos de interconversión.
Ejemplo: epimerasas (mutasa).
Liasas
Catalizan reacciones en las que se eliminan grupos (H2O, CO2 y NH3) para formar un doble enlace o añadirse a un doble enlace, capaces de catalizar la reducción en un sustrato. El sustrato es una molécula, la cual, se une al sitio activo de la enzima para la formación del complejo enzima-sustrato. El mismo, por acción de la enzima, es transformado en producto y es liberado del sitio activo, quedando libre para recibir otro sustrato.
Ejemplos: descarboxilasas, liasas.
Ligasas
Realizan la degradación o síntesis de los enlaces denominados "fuertes" mediante al acoplamiento a sustancias de alto valor energético (como el ATP).
Ejemplos: sintetasas, carboxilasas.
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